Плотность жировой ткани человека: Как соотношение мышечной и жировой ткани влияет на наш внешний вид — wellcomclub.ru

Теплопроводность и плотность человека, теплофизические свойства биотканей

В таблице представлены теплофизические свойства тканей и органов тела здорового человека, такие как: плотность, теплоемкость и теплопроводность. Рассмотрены свойства следующих тканей человека: кожа, мышцы, кровь, жир, мозг и тело человека в среднем.

Средняя теплопроводность тела человека равна 0,48 Вт/(м·град). Это значение близко к теплопроводности воды, что не удивительно. Следует отметить, что кожа и жир человека имеют теплопроводность намного ниже, чем другие основные органы и ткани. Более низкая теплопроводность кожи и подкожного жира человека позволяет телу сохранять тепло.

Сохранению тепла и поддержанию нормальной температуры тела также способствует достаточно высокая удельная теплоемкость крови и кожи человека. Кроме того, средняя удельная теплоемкость тела человека равна 3350 Дж/(кг·град). Это значение меньше теплоемкости воды. Однако, теплоемкость тела довольно высокая величина, и человек долго сохраняет тепло.

По данным таблицы видно, что средняя плотность человека составляет величину 1036 кг/м³. Значение плотности тела человека больше плотности воды — наше тело обладает отрицательной плавучестью. Зная величину средней плотности тела человека, можно вычислить средний объем человека. Например, объем тела человека массой 60 кг равен 0,058 м³ или 58 литров.

Следует также отметить, что температуропроводность кожи составляет величину 0,0008…0,001 см²/с, вязкость крови человека в 4,5…5 раз больше вязкости воды, а плазма крови в 1,7…2,2 раз более вязкая, чем вода.

Таблица физических свойств биотканей человека

Биоткань человека	Плотность, кг/м3	Теплоемкость, Дж/(кг·град)	Теплопроводность, Вт/(м·град)
Эпидермис	1200…1600	3600…3700	0,21…0,27
Дерма	1000…1200	3200…3800	0,45…0,53
Кожа	—	2930…3445	0,45…0,5
Кровь	1050…1062	3600…3900	0,53…0,55
Плазма крови	1025…1035	—	—
Эритроциты крови	1090	—	—
Жировая ткань	850…917	2250…2300	0,2
Мозг	—	3352	0,5
Миокард	—	3730	—
Мягкие ткани и мышцы	—	3360	0,5
Печень	—	—	0,43
Почка	—	—	0,47
Селезенка	—	—	0,46
Тело человека в среднем	1036	3350	0,48

Источники:

1. Пушкарева А. Е. Методы математического моделирования в оптике биоткани. Учебное пособие. СПб: СПбГУ ИТМО, 2008. — 103 c.
2. Ремизов А.Н. Медицинская и биологическая физика: Учеб. для вузов. — 4-е изд., перераб. и дополн. -М.: Дрофа, 2003. — 560 с.
3. Физиология человека. под ред. В.М. Покровского, Г.Ф. Коротько.

Жировая ткань

Жировая ткань — разновидность соединительной ткани животных, образующаяся из мезенхимы и состоящая из специализированных клеток, накапливающих жиры — адипоцитов. Почти весь адипоцит заполняет жировая капля, окружённая ободком цитоплазмы с оттеснённым на периферию клеточным ядром. Помимо адипоцитов, в состав жировой ткани входят клетки так называемой стромальной васкулярной фракции: преадипоциты, фибробласты, клетки эндотелия сосудов и ряд иммунных клеток, такие как макрофаги жировой ткани.

Главная функция жировой ткани — запасание липидов, кроме того, она обеспечивает теплоизоляцию тела. Жировая ткань продуцирует ряд гормонов (эстроген, лептин, резистин, а также цитокины, такие как фактор некроза опухоли α), и в последние годы была признана важной частью эндокринной системы. У взрослого человека жировая ткань располагается под кожей, вокруг внутренних органов (висцеральная жировая ткань), внутри костей (жёлтый костный мозг), между мышечными волокнами и в молочных железах.

Жировую ткань подразделяют на белую и бурую. Белая жировая ткань запасает липиды, а главной функцией бурой жировой ткани является термогенез. Бурая жировая ткань наиболее развита у новорождённых, а также животных, впадающих в спячку. У взрослого человека бурая ткань присутствует и метаболически активна, однако она регрессирует с возрастом.

Строение

Клетки жировой ткани, накапливающие жир, называют адипоцитами. Одиночные адипоциты имеют шарообразную форму. Жировую ткань принято подразделять на белую и бурую согласно её цвету. Адипоцит белой жировой ткани содержит одну большую каплю нейтрального жира (такие адипоциты также называют унилокулярными), которая занимает центральную часть клетки и окружена тонким слоем цитоплазмы, в утолщённой части которого залегает уплощённое ядро. В цитоплазме адипоцитов содержатся в небольших количествах и другие липиды: холестерин, фосфолипиды, а также свободные жирные кислоты. Эти мелкие жировые включения особенно выражены у незрелых адипоцитов. Зрелый адипоцит имеет крупные размеры, от 50 до 150 мкм. Так как липиды вымываются ксиленом и другими растворителями, использующимися при приготовлении гистологических препаратов, унилокулярные адипоциты при рассмотрении с помощью светового микроскопа выглядят пустыми.

Рыхлая волокнистая соединительная ткань образует прослойки, которые делят жировую ткань на дольки разного размера и формы. В дольках адипоциты близко прилегают друг к другу, однако в жировой ткани также присутствуют клетки так называемой стромальной васкулярной фракции: преадипоциты, фибробласты, клетки эндотелия сосудов и ряд иммунных клеток, такие как макрофаги жировой ткани. На клетки стромальной васкулярной фракции приходится около половины всех клеток жировой ткани. Жировые клетки разделяются тонкими коллагеновыми волокнами, ориентированными во всех направлениях, а также оплетены ретикулярными волокнами. Группы адипоцитов или отдельные дольки тесно охватываются кровеносными и лимфатическими капиллярами.

У новорождённых детей и некоторых животных (грызунов и животных, впадающих в спячку) выражена бурая жировая ткань. Адипоциты бурой жировой ткани, по сравнению с клетками белой жировой ткани, имеют больше митохондрий и вместо одной крупной жировой капли содержат множество мелких жировых включений в цитоплазме (такие адипоциты называют мультилокулярными). Бурый цвет обеспечивается железосодержащими пигментами цитохромами, расположенными в митохондриях. Изменения бурой жировой ткани при голодании выражены меньше, чем белой.

Термином «бежевый жир» называют белую жировую ткань, которая приобретает некоторые черты бурой жировой ткани, например, в её адипоцитах вместо одной крупной жировой ткани имеется несколько включений меньшего размера, увеличивается количество митохондрий и повышается уровень экспрессии гена UCP1, кодирующего белок термогенин.

Четвёртый тип адипоцитов был недавно описан в составе подкожной жировой ткани мышей во время беременности и лактации, когда жировая ткань в молочных железах существенно сокращается, а железистая часть, наоборот, разрастается. Новосформированные эпителиальные клетки, входящие в состав железистой части, называют розовыми адипоцитами. Они появляются в результате прямой трансдифференцировки белых адипоцитов в эпителиальные клетки, продуцирующие молоко. Образование розовых адипоцитов обратимо, и по завершении лактации они превращаются обратно в белые адипоциты, восстанавливая жировую часть молочной железы.

Плотность жировой ткани составляет около 0,9 г/мл против 1,06 г/мл для мышечной ткани, поэтому человек, имеющий больше жира, будет держаться на воде легче, чем человек того же веса, но с большей мышечной массой.

Анатомия

Локализация белой жировой ткани в теле человека

У взрослого человека белая жировая ткань располагается под кожей, особенно в нижней части брюшной стенки, на ягодицах и бёдрах (в составе подкожной ткани), вокруг внутренних органов (висцеральная жировая ткань), внутри костей (жёлтый костный мозг), между мышечными волокнами и в молочных железах. Бурая жировая ткань, выраженная у новорождённых детей и некоторых животных (грызунов и млекопитающих, впадающих в спячку), располагается на шее, около лопаток, за грудиной, вдоль позвоночника, под кожей и между мышцами. У взрослого человека бурая ткань присутствует и метаболически активна, однако она регрессирует с возрастом. У человека типичная бурая жировая ткань находится между лопаток, вокруг почек, в шее, надключичной области и вдоль позвоночника. Кроме того, по всей белой жировой ткани встречаются так называемые бежевые адипоциты — белые адипоциты, приобретшие некоторые черты бурых адипоцитов.

Физиология

Метаболизм жиров

Жировая ткань играет важную роль в поддержании уровня свободных жирных кислот и триглицеридов в крови, а также вносит вклад в развитие инсулинорезистентности (особенно абдоминальный жир). Адипоциты также могут запасать триглицериды, поступающие с пищей и циркулирующие в крови в составе хиломикронов, липиды, синтезируемые печенью и циркулирующие в кровотоке в виде липопротеинов очень низкой плотности, кроме того, свободные жирные кислоты и глицерин могут синтезироваться в самих адипоцитах. Хиломикроны и липопротеины очень низкой плотности при поступлении в жировую ткань гидролизуются липопротеинлипазой на люминальной поверхности кровеносных капилляров. Свободные жирные кислоты поступают в адипоциты по механизму активного транспорта и диффузии. В адипоцитах жирные кислоты в ходе реакции этерификации присоединяются к глицеринфосфату с образованием триглицеридов, которые поступают в жировую каплю.

В жировой ткани идёт постоянное поступление и выход свободных жирных кислот. Результирующее направление движения свободных жирных кислот контролируются гормонами инсулином и лептином. Если инсулин повышен, то вход свободных жирных кислот в жировую ткань превышает её выход, и выход жирных кислот из жировой ткани возможен только при низком уровне инсулина в крови. Уровень инсулина повышается при поступлении в организм углеводной пищи, которое приводит к росту концентрации сахара в крови. Инсулин также стимулирует поглощение глюкозы адипоцитами и способствует её преобразованию в жир.

При нервной или гуморальной стимуляции адипоцитов жировые запасы мобилизуются и клетки высвобождают жирные кислоты и глицерин. Норадреналин, выделяемый надпочечниками и постганглионарными симпатическими окончаниями, активирует гормончувствительную липазу, которая расщепляет триглицериды на поверхности липидных капель. Эта липаза также активируется гипофизарным гормоном роста. Свободные жирные кислоты диффундируют через мембраны адипоцитов и эндотелиальных клеток, выходят в кровоток и связываются с белком альбумином. Более гидрофильный глицерин свободно плавает в крови и поглощается печенью. Инсулин ингибирует гормончувствительную липазу. Мобилизацию адипоцитов также запускают адреналин и адренокортикотропный гормон.

Продукция гормонов

Структура лептина — пептидного гормона, продуцируемого адипоцитами

Молекулы, продуцируемые жировой тканью, играют важнейшую роль в поддержании метаболического гомеостаза, и нарушения в их образовании могут приводить к развитию ожирения и ряда патологических состояний, связанных с ожирением, поэтому жировую ткань рассматривают как эндокринный орган. Гормоны жировой ткани в совокупности называют адипокинами. Адипокины представляют собой разновидность цитокинов (сигнальных белков). Первым открытым адипокином стал гормон лептин, описанный в 1994 году. Лептин играет роль в поддержании нормальной массы тела и передаёт сигнал, свидетельствующий о насыщении, в гипоталамус. Лептин также контролирует липогенез в гепатоцитах, подавляя путь биосинтеза жирных кислот, и способствует окислению жирных кислот в мышцах. Наиболее обильно продуцируется адипокин, известный как адипонектин. Он повышает чувствительность к инсулину, и его введение мышам, страдающим ожирением, позволило частично преодолеть инсулинорезистентность. К числу адипокинов также относится фактор некроза опухоли α (TNFα), который вовлечён в формирование инсулинорезистентности за счёт подавления сигнального пути инсулина. В жировой ткани TNFα продуцируют макрофаги и другие иммунные клетки. У людей и мышей, страдающих ожирением, в жировой ткани возрастает экспрессия провоспалительного цитокина интерлейкина 6 (IL-6), однако его роль в метаболизме глюкозы неясна. Также к числу адипокинов относят аспросин, резистин, апелин, хемерин, CCL2 и некоторые другие цитокины. Лептин и резистин продуцируются преимущественно подкожной жировой тканью. Кроме того, и у женщин, и у мужчин жировая ткань является главным периферическим источником ароматазы, которая участвует в синтезе эстрогенов.

Термогенез

Основная функция бурой жировой ткани — термогенез. У животных в конце спячки и новорождённых детей в бурую жировую ткань поступает норадреналин, который, как и в белой жировой ткани, стимулирует гормончувствительную липазу и запускает гидролиз триглицеридов. Однако, в отличие от белых адипоцитов, в бурых адипоцитах свободные жирные кислоты не высвобождаются в кровь, а быстро метаболизируются, что сопровождается повышением потребления кислорода и продукцией тепла. Локальное повышение температуры в бурой жировой ткани приводит к нагреванию омывающей её крови, которая передаёт тепло на весь организм. Усиленная продукция тепла в бурых адипоцитах возможна благодаря в их внутренних митохондриальных мембранах в большом количестве содержится трансмембранный разобщающий белок термогенин, или UCP1. В присутствии свободных жирных кислот термогенин позволяет протонам поступать из межмембранного пространства непосредственно в матрикс митохондрии без прохождения протонов через АТФ-синтазу. Вместо образования АТФ энергия протонов идёт на выделение тепла. Считается, что термогенин является симпортером протонов и свободных жирных кислот, но конкретный механизм его действия неясен. Известно, что термогенин ингибируют АТФ, АДФ и ГТФ. Термогенез в бурых адипоцитах также может активироваться при переедании.

Развитие

Как и другие клетки соединительной ткани, адипоциты происходят от мезенхимальных стволовых клеток. Мезенхимальные стволовые клетки дают начало преадипоцитам, которые похожи на крупные фибробласты с цитоплазматическими липидными включениями. Первоначально липидные капли молодого белого адипоцита изолированы друг от друга, но вскоре они сливаются с образованием единой большой жировой капли. Белые адипоциты развиваются вместе с меньшей популяцией бежевых адипоцитов, которые присутствуют в зрелой белой жировой ткани. При адаптации к низким температурам белые адипоциты частично обратимо превращаются в бурые, приобретают большое количество мелких липидных капель вместо одной крупной, их профиль экспрессии генов становится близок к таковому у бурых адипоцитов (в частности, возрастает экспрессия гена UCP1, кодирующего термогенин), и так называемые бежевые адипоциты приступают к термогенезу. При возвращении к нормальным условиям часть бежевых адипоцитов вновь становятся белыми. У мышей «побурение» белой жировой ткани полностью нивелируется за 21 день после окончания пребывания на холоде, а снижение экспрессии UCP1, кодирующего термогенин, наступает уже через 24 часа. При повторном попадании на холод в бежевые адипоциты превращаются каждый раз одни и те же белые адипоциты. Превращение белого адипоцита в бежевый контролируется несколькими транскрипционными факторами: PPARγ, PRDM16, PGC-1α и EBF2. «Побурение» белого жира также стимулируют иризин, секретируемый мышечной тканью в ответ на физическую нагрузку, и FGF21, выделяемый печенью. У мышей «побурение» стимулируют метионин-энкефалиновые пептиды, продуцируемые лимфоидными клетками врождённого иммунитета 2 типа в ответ на действие интерлейкина 33 (IL-33).

Бурые адипоциты также развиваются от мезенхимальных стволовых клеток, но в других локациях тела эмбриона, отличных от тех, где происходит дифференцировка белых адипоцитов. Бурые адипоциты в ходе эмбрионального развития возникают раньше белых. У человека объём бурой жировой ткани относительно массы тела максимален при рождении, когда наиболее высока потребность в термогенезе, и в детстве почти полностью исчезает через инволюцию и апоптоз адипоцитов. У взрослых бурый жир наиболее активен у людей худощавого телосложения. При адаптации к холоду бежевые адипоциты могут превращаться в бурые, кроме того, возможна пролиферация и дифференцировка бурых адипоцитов от мезенхимальных клеток-предшественников. Автономные нервы не только стимулируют термогенную активность бурых адипоцитов, но также способствуют их дифференцировке и предотвращают апоптоз зрелых бурых адипоцитов.

Клиническое значение

Белые адипоциты могут давать начало часто встречающимся доброкачественным образованиям — липомам. Злокачественные опухоли, происходящие из жировой ткани — липосаркомы — относительно редки. Доброкачественные опухоли, образованные бурыми адипоцитами, иногда называют гиберномами.

Нормальная мышь (справа) и мышь, страдающая ожирением (слева)

Под ожирением понимают состояние, при котором в организме накапливается избыток жировой ткани. Ожирение повышает риск возникновения многих заболеваний и патологических состояний: сердечно-сосудистых, сахарного диабета 2-го типа, обструктивного апноэ во сне, некоторых видов рака, а также остеоартрита. Избыточное разрастание висцерального жира, в особенности, вокруг желудка называют центральным, или висцеральным ожирением, а чрезмерно увеличенный, выдающийся живот при этом состоянии известен как «пивной живот». Поскольку жировая ткань продуцирует множество цитокинов, в том числе и провоспалительных, ожирение часто сопровождается умеренным хроническим воспалением. Сахарный диабет и болезни сердца относят к воспалительным заболеваниям, связанным с ожирением. Избыток жировой ткани, особенно висцерального жира, может приводить к появлению инсулинорезистентности. У большинства пациентов, страдающих ожирением, адипоциты производят нормальное или повышенное количество лептина, однако иногда его клетки-мишени имеют недостаточно рецепторов лептина или несут дефектные рецепторы, поэтому эффект насыщения, опосредуемый лептином, не наступает. Однако мутации в гене, кодирующем лептин, могут объяснить лишь небольшую долю случаев ожирения. Весьма частой причиной развития ожирения у взрослых являются возрастные метаболические нарушения, при которых снижается активность гормончувствительной липазы. Повышенное количество адипоцитов, сформированных при детском ожирении, повышает риск ожирения у человека в старшем возрасте. Конвертацию белой жировой ткани в бурую рассматривают как перспективную стратегию терапии ожирения.

В настоящее время жировую ткань можно использовать в качестве источника стволовых клеток у взрослых. Стволовые клетки жировой ткани можно легко перепрограммировать в индуцированные плюрипотентные стволовые клетки. Получение стволовых клеток из клеточного материала самого организма пациента снижает риск отторжения трансплантата и позволяет избежать многих этических проблем, связанных с использованием эмбриональных стволовых клеток. Имеются сведения, что стволовые клетки из разных локаций жировой ткани (абдоминального жира, эпикардиального жира и других) имеют разные свойства: скорость пролиферации, иммунофенотип, потенциал дифференцировки и устойчивость к гипоксии.

История изучения

Жировая ткань (точнее, бурая жировая ткань) впервые была описана в 1551 году швейцарским натуралистом Конрадом Геснером. В 1902 году было отмечено сходство между шейными жировыми отложениями у новорождённых младенцев и млекопитающих, впадающих в спячку. Активное исследование бурой жировой ткани возобновилось в 1960-х годах (в 1964 году Силверман и коллеги доказали, что у человека бурый жир также отвечает за термогенез), и к 1980-м годам установилось мнение, что у взрослых людей бурой жировой ткани нет. Это представление было пересмотрено в конце 2000-х годов.

Белые адипоциты, или «жировые везикулы», а также их вклад в рост жировых отложений впервые были описаны в XIX веке. Активное исследование жировой ткани началось лишь в 1940-х годах. В 1940 году было показано, что жировая ткань иннервируется и снабжается кровью. В 1950-х годах была прояснена роль белых адипоцитов в метаболизме липидов, и дальнейшее изучение регуляции работы жировой ткани продолжалось во всей второй половине XX века.

Первые данные, свидетельствующие об эндокринной функции белой жировой ткани, появились в 1980-х годах.

Питание и старение | МАГАТЭ

Здоровый уклад на протяжении всей жизни, в особенности сбалансированная диета и регулярная физическая активность, способствуют снижению риска неинфекционных заболеваний и улучшению физических и умственных способностей в старшем возрасте. По подсчетам, в период между 2015 и 2050 годами доля населения в возрасте старше 60 лет в мире почти удвоится – с 12 до 22 процентов. Риск неправильного питания у пожилых людей особенно велик. Сухая масса тела (мышечная масса) и интенсивность обмена веществ с возрастом уменьшается. Распространен дефицит микроэлементов, частично из-за снижения потребления пищи и из-за недостаточного разнообразия продуктов, потребляемых пожилыми людьми. Кроме того, проблемами являются возрастающее ожирение и снижение плотности костей, приводящее к остеопорозу. Остеопороз и связанные с ним переломы являются одной из основных причин болезней, инвалидности и смерти у пожилых людей, особенно у женщин в постменопаузе.

По оценке Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ), ежегодное число переломов шейки бедра в мире увеличится с 1,7 миллионов случаев в 1990 году до приблизительно 6,3 миллионов в 2050 году.

Если эти проблемы не решать, они могут негативно сказаться на пожилых людях, вызывая боль, деформации, проблемы физического и психического здоровья, и смерть.

МАГАТЭ поддерживает использование стабильных изотопов и других ядерных методов для измерения изменений в составе тела (как правило, потеря мышечной массы и увеличение жировой массы) и физической активности, здоровья костной ткани и биодоступности микроэлементов:

• ВОЗ доказал, что двухэнергетическая рентгеновская абсорбциометрия (ДРА) является лучшим методом оценки минеральной плотности костной ткани у женщин в постменопаузе и основал классификацию остеопороза на результатах, полученных при использовании этого метода.
• Состав тканей тела с возрастом изменяется. На потерю мышечной массы, известную под названием «саркопения», влияет рацион питания и уровень физической активности. Она также отражает качество диеты и уровень физической активности. Энергетические потребности с возрастом уменьшаются, но это часто не сопровождается соответствующим снижением калорийности пищи, что в конечном счете приводит к увеличению жировой массы тела и абдоминальному ожирению. Следовательно, важно контролировать состав тканей тела, поскольку его изменения связаны с физиологическими изменениями в организме, которые могут привести к болезням.
• Для объективной оценки качества жизни пожилых людей могут использоваться измерения суммарного расхода энергии, поскольку физическая активность обычно ассоциируется с лучшим качеством жизни и лучшим психическим здоровьем. Физическая активность также важна для замедления скорости потери мышечной массы и снижения эффектов остеопороза. Для подтверждения измерений физической активности и оценки воздействия мероприятий, направленных на увеличение физической активности у пожилых людей может использоваться метод дважды меченой воды.
• Оценка качества диеты: усвоение и удержание в организме провитамина A, железа и цинка из витаминизированных продуктов или био-обогащенных продуктов (накопление более высоких уровней минералов и витаминов во время роста растений), или смешанные диеты; а также биодоступность белка из пищи растительного происхождения.

Мероприятия в этой области поддерживают «Цель устойчивого развития в области здравоохранения» 3.4, в которой ставится задача уменьшения на треть к 2030 году преждевременной смертности от неинфекционных заболеваний посредством профилактики и лечения, а также укрепление психического здоровья и благополучия.

Статья: RF (радиоволновой) липолиз читать

Тело человека – отличный проводник электрического тока. Однако некоторые его части обладают повышенной электрической резистентностью, причем сильнее всего поглощает ток жировая ткань. На этой особенности человеческого организма и основан принцип действия радиоволнового липолиза. Благодаря высокой «отзывчивости» жировой ткани к радиоволнам процедура RF-липолиза великолепно моделирует фигуру. При повышении температуры тела на 10 °C процесс расщепления жира ускоряется в 2 раза, в результате чего на уровне подкожно-жировой клетчатки происходят следующие процессы:

1. улучшение местного кровообращения за счет расширения сосудов;
2. стимуляция липолиза: при термическом воздействии из жировых клеток высвобождаются триглицериды, которые под воздействием фермента липопротеинлипазы расщепляются на глицерин и жирные кислоты;
3. структурная реорганизация соединительной ткани, которая при одновременном уменьшении объема жировой ткани приводит к снижению неравномерного давления отдельных участков жировой ткани на дерму, что в конечном итоге нивелирует внешние проявления целлюлита.

Кроме того, повышение эндогенной температуры активизирует выделение эндорфинов (гормонов счастья) и вызывает расслабление мышц, что благотворно влияет на самочувствие клиента. RF-липолиз не только разглаживает «апельсиновую корку», но и предупреждает ее появление в дальнейшем, поскольку благодаря восстановленной микроциркуляции клетки гиподермы получают достаточное количество кислорода и питательных веществ, следовательно, не происходит сбоя в их функционировании. Радиолиполиз может применяться и на лице – для коррекции второго подбородка. Для улучшения клинического эффекта радиоволновую терапию оптимально сочетать с ультразвуковыми и лимфодренажными процедурами.

Сроки проведения и конечный результат

В большинстве случаев для достижения заметного эффекта достаточно курса из 8–10 процедур RF-липолиза, однако конечное количество процедур зависит от исходного состояния мягких тканей. Сеансы проводятся с удобной для пациентов периодичностью 1 раз в неделю, за исключением области второго подбородка, для которой оптимальная частота воздействия – 1 раз в 2 недели. Положительные изменения видны уже в середине курса: кожа становится более плотной и упругой, рельеф ее разлаживается, объемы тела в зоне воздействия сокращаются. Кроме того, в коже активизируется мощный процесс неоколлагенеза, который продолжается на протяжении 3–6 месяцев по окончании курса.

Конечный результат RF-липолиза:

1. повышение плотности тканей;
2. разглаживание «апельсиновой корки»;
3. уменьшение жировых запасов;
4. моделирование контуров тела.

Монополярная методика

Martinex поставляет на российский рынок высокотехнологичный аппарат RF – Radio Frequency производства компании RUBICA (Польша). Он обладает способностью выполнять процедуры одновременно по монополярной и биполярной методикам и может быть использован как для радиоволнового лифтинга кожи, так и для RF-липолиза (липосакции).

Для проведения RF-липосакции на аппарате RF – Radio Frequency Rubica необходимо выбрать режим монополярного высокочастотного излучения. В монополярной системе электрический ток проходит к пластине заземления через один расположенный в насадке электрод и равномерно нагревает глубокие (до 20 мм) слои дермы и подкожно-жировой клетчатки. Радиолиполиз – селективная методика. Это значит, что близлежащие ткани тепловому воздействию не подвергаются и не повреждаются. Используемая мощность – до 80–100 Вт – вызывает контролируемый и комфортный для организма нагрев тканей до 50 ºС.

Вопрос безопасности RF-липолиза

В отличие других тепловых методов воздействия, при RF-терапии нагрев кожи происходит исключительно за счет тепла, поступающего из глубоких слоев – гиподермы и дермы, поэтому риск ожога поверхности кожи исключен. Радиоволновой липолиз почти не имеет негативных эффектов. Максимум, что может наблюдаться после процедуры, – незначительная эритема, которая вскоре самостоятельно проходит. Обратите внимание на то, что во время сеанса RF-терапии пациент не должен испытывать дискомфорта, вызванного повышением температуры в тканях.

---

Купить косметологические аппараты Rubica. Врачам-косметологам предлагаем пройти программу обучения аппаратной косметологии. Обучение проводится на нашем оборудовании и ваших моделях.

В разделе Оборудование можно выбрать и купить профессиональные аппараты для аппаратной косметологии, радиоволновой хирургии, мезоинжекторы.

Мы поддерживаем гарантийное обслуживание, техподдержку и ремонт на базе собственного лицензированного сервисного центра.

Доброкачественные опухоли мягких тканей

ФИБРОГИСТИОЦИТАРНЫЕ ОПУХОЛИ И ОПУХОЛЕПОДОБНЫЕ ПОРАЖЕНИЯ

Ксантома

Редкое заболевание, локализуется чаще в коже. Встречается у людей с нарушенным липидным обменом, обычно множественное. Локализуется также в сухожилиях. Представлено мелкими узелками, частью типа ксантелазм.

Юношеская ксантогранулема

Небольшой узелок в толще дермы или подкожной клетчатке. Исчезает спонтанно.

Фиброзная гистиоцитома

Чаще встречается в среднем возрасте, локализуется преимущественно на нижних конечностях. Обычно имеет форму плотного узла до 10см, растет медленно. После хирургического удаления рецидивы редки.

ДОБРОКАЧЕСТВЕННЫЕ ОПУХОЛИ ЖИРОВОЙ ТКАНИ

Липома

Одна из самых частых доброкачественных опухолей (30—40%). Может возникнуть всюду, где есть жировая ткань. При локализации в дерме обычно инкапсулированная, в других участках тела слабо отграничена. Озлокачествляться могут опухоли, локализованные в забрюшинном пространстве, другие локализации практически не озлокачествляются. Липомы нередко бывают множественными, иногда развиваются симметрично. Рост их не связан с общим состоянием организма. Опухоль имеет форму узла дольчатого строения. При длительном существовании в липоме могут развиваться дистрофические изменения, обызвествление, оссификация.

Существуют многочисленные варианты зрелых жировых опухолей, которые отличаются от классической липомы как клиническими проявлениями, так и некоторыми морфологическими особенностями.

Миелолипома

Редкая опухоль, чаще встречается в забрюшинном пространстве, клетчатке малого таза, надпочечниках. Не озлокачествляется.

Подкожная ангиолипома

Многочисленные болезненные узлы. Встречается чаще в молодом возрасте у мужчин на передней стенке живота, на предплечье.

Веретеноклеточная липома

Наблюдается чаще у взрослых мужчин (90%). Узел округлой формы, плотный, медленно растущий, чаще локализован в области плечевого сустава, спины. Рецидивы и метастазы после иссечения не описаны, несмотря на тот факт, что опухоль может инфильтрировать окружающие ткани.

В хондро- и остеолипомах выявляют метапластические участки костной и хрящевой ткани.

Доброкачественный липобластоматоз

Подразделяется на узловатую (добр. липобластома) и диффузную (добр. липобластоматоз) формы. Болеют чаще мальчики до 7 лет (88%). Опухоль локализуется на нижней конечности, в области ягодиц и на верхней конечности — надплечье и кисть. Описаны также поражение шеи, средостения, туловища. Опухолевый узел инкапсулированный, дольчатый, шаровидной формы, может достичь 14 см. После хирургического лечения возможны рецидивы, иногда повторные. Метастазы не описаны.

Гебернома (фетальная липома)

Липома из липобластов, псевдолипома — исключительно редкая опухоль, локализуется в местах, где имеется бурый жир (шея, аксилярная область, сина, средостение). Представлен дольчатым узлом обычно маленького размера. Не рецидивирует и не метастазирует.

ДОБРОКАЧЕСТВЕННЫЕ ОПУХОЛИ МЫШЕЧНОЙ ТКАНИ

Опухоли мышечной ткани делят на опухоли гладких мышц — лейомиомы, и поперечно полосатых — рабдомиомы. Опухоли встречаются достаточно редко.

Лейомиома

Зрелая доброкачественная опухоль. Возникает в любом возрасте у лиц обоих полов. Нередко бывает множественной. Опухоль может озлокачествляться. Лечение хирургическое.

Лейомиома, развивающаяся из мышечной стенки мелких сосудов — небольшие, часто множественные нечетко отграниченные и медленно растущие узлы, часто с изъязвленной кожей, клинически очень напоминает саркому Капоши.

Генитальная лейомиома образуется из мышечной оболочки мошонки, больших половых губ, промежности, сосков молочной железы. Может быть множественной. В опухоли нередко отмечается клеточный полиморфизм. Гормонозависимая. Лечение хирургическое.

Ангиолейомиома из замыкающих артерий

Клинически резко болезненная опухоль, которая при внешних воздействиях или эмоциях может менять размеры. Размеры обычно маленькие, чаще встречается у пожилых людей, на конечностях, вблизи суставов. Характеризуется медленным ростом и доброкачественным течением.

Рабдомиома

Редкая зрелая доброкачественная опухоль, имеет в своей основе поперечно полосатую мышечную ткань. Поражает сердце и мягкие ткани. Представляет собой умеренно плотный узел с четкими границами, инкапсулированная. Метастазов рабдомиомы не описано. Рецидивы крайне редки. Микроскопически различают 3 субтипа — миксоидный, феталный клеточный и взрослый. Выделяют также рабдомиому женских гениталий. Рецидивирует в основном взрослый тип.

ДОБРОКАЧЕСТВЕННЫЕ ОПУХОЛИ КРОВЕНОСНЫХ И ЛИМФАТИЧЕСКИХ СОСУДОВ

Эти поражения включают в себя различные процессы, значительное число из них рассматриваются в дерматологии. Часть из них относится к порокам развития сосудистой системы опухолевидного характера, часть к истинным опухолям.

Капиллярная ангиома

Истинное новообразование с пролиферацией эндотелиальных клеток.

Доброкачественная гемангиоэндотелиома

Врожденная патология, встречается у новорожденных и грудных детей, чаще у девочек, с локализацией в области головы.

Капиллярная гемангиома

После липомы наиболее частая опухоль мягких тканей, часто бывает множественной, максимальной величины достигает к 6 месячному возрасту, при множественном поражении возможны локализации во внутренних органах

Кавернозная гемангиома

Образование, состоящее из причудливых полостей типа синусоид различной величины. Локализуется в коже, мышцах, внутренних органах. Имеет доброкачественное течение.

Старческая гемангиома

Истинная опухоль, характеризуется пролиферацией капилляров с последующей их кавернизацией с вторичными изменениями.

Гемангиома

Зрелая доброкачественная опухоль сосудистого происхождения, встречается часто. Поражает чаще людей среднего возраста, локализуется на слизистой оболочке носа, губы, на коже лица, конечностей, в молочной железе. Представляет собой четко отграниченный узел серовато-розового цвета 2—3 см. Опухоль нередко может озлокачествляться и перейти в ангиосаркому.

Артериальная ангиома

Конгломерат порочно развитых сосудов, не имеет признаков опухоли.

Гломангиома (гломусная опухоль, опухоль Барре—Массона)

Встречается в виде изолированной опухоли или в виде множественной диссеминированной семейной гломусангиомы. Опухоль доброкачественная, встречается у пожилых людей, в кистях и стопах, чаще в зоне ногтевого ложа. Может поражать кожу голени, бедра, лица, туловища. В единичных наблюдениях отмечена в почках, влагалище, костях. При локализации в коже опухоль резко болезненная. Не рецидивирует и не метастазирует.

Гемангиоперицитома

Встречается редко, может возникнуть в любом возрасте. Локализуется в коже, реже в толще мягких тканей. Имеет вид отграниченного плотного узла красного цвета. Опухоль может озлокачествляться — давая рецидивы и метастазы, считается потенциально злокачественным процессом. Озлокачествление до 20% случаев описано у взрослых. Процесс у детей имеет доброкачественный характер.

Лимфангиома

Наблюдается чаще у детей как порок развития лимфатических сосудов, однако может встречаться в любом возрасте. Чаще локализуется на шее, слизистой полости рта.

ДОБРОКАЧЕСТВЕННЫЕ ОПУХОЛИ И ОПУХОЛЕПОДОБНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ СИНОВИАЛЬНОЙ ТКАНИ (СУСТАВОВ)

Доброкачественная синовиома без гигантских клеток

Существование доброкачественных синовиом обсуждается. Большинство авторов склоняется к тому, что все синовиомы являются злокачественными независимо от степени зрелости. Опухоль поражает главным образом коленный сустав, в виде небольших плотных узлов. Лечение хирургическое, однако больные должны наблюдаться в течение 5—9 лет. Болезнь может дать рецидивы и метастазы.

Доброкачественная гигантоклеточная синовиома (нодулярный тендосиновиит)

Псевдоопухолевый процесс, встречается достаточно часто. В 15% процесс возникает в области синовиальной оболочки суставов, в 80% — в сухожильных влагалищах, в 5% — в слизистых сумках. Представляет собой узловатое образование, чаще локализованное на пальцах кистей, реже стоп и еще реже в области крупных суставов. Излюбленная локализация — межфаланговые суставы. Чаще встречается у женщин 30—60 лет. При длительном существовании может вызвать атрофию окружающих тканей, в том числе и кости. Процесс часто рецидивиреут, большая часть рецидивов связана с неполным удалением. Метастазов не дает.

Пигментный виллонодулярный синовит

Располагается внутри оболочки суставов, чаще в зоне коленного локтевого и плечевого суставов. Встречается в среднем возрасте. Этиология не ясна.

ДОБРОКАЧЕСТВЕННЫЕ ОПУХОЛИ ПЕРИФЕРИЧЕСКИХ НЕРВОВ

Травматическая или ампутационная неврома

Возникает как результат посттравматической гиперрегенерации нерва. Представляет собой небольшой болезненный узел.

Нейрофиброма

Одиночная, медленно растущая доброкачественная опухоль мезенхимальной оболочки нервного ствола любой локализации, но чаще всего развивается на седалищном нерве и межреберных нервах. Возникает у людей любого возраста. Клинически определяется в виде небольших размеров плотно-эластической консистенции с гладкой поверхностью опухолевого узла, при пальпации которого боль иррадирует по ходу нерва. Некоторые опухоли могут достигать больших размеров. Рост опухоли может происходить как к периферии от нерва, так и в толще нервного ствола, что выявляется при ее морфологическом исследовании.

Лечение хирургическое. Прогноз хороший. Особое заболевание — множественный нейрофиброматоз (болезнь Реклингхаузена), которое относится к группе диспластических процессов. Описаны случаи озлокачествления одной из множественных нейрофибром при этом заболевании.

Неврилеммома (невринома, шваннома)

Доброкачественная опухоль шванновской оболочки. Образуется по ходу нервных стволов. Бывает одиночной. Прогноз благоприятный.

Доброкачественные образования подкожно-жировой клетчатки | СПб ГБУЗ «Городская поликлиника №122»



Доброкачественные образования подкожно-жировой клетчатки | СПб ГБУЗ «Городская поликлиника №122»

6

Фев

2016

Aтерома

Атерома — частая проблема, которая встречается у людей любого возраста и обоих полов. В чем же заключается суть этого заболевания? Это не опухоль, а киста, то есть атерома представляет собой «мешочек», имеющий капсулу и заполненный густыми желтоватыми массами, часто имеющими неприятный запах.  Образуется в результате закупорки выводного протока сальной железы сгустившимся отделяемым. Атерома развивается на богатых сальными железами участках кожи (волосистая часть головы, лицо, спина, передняя брюшная стенка). Чаще всего атеромы встречается на волосистой части головы, на лице, спине в виде безболезненного округлой формы плотного образования на коже. При воспалении кожа над ним краснеет, размеры кисты увеличиваются, она становится болезненной.

Чем проявляется атерома?

Часто атерома бывает множественной. Представляет собой опухолевидное образование округлой формы, мягкой консистенции размером от 5 до 40 мм и более. Кожа над ней обычно не изменена, однако в случае присоединения вторичной инфекции, воспаления, может иметь красноватый оттенок.

Атерома подвижна вместе с окружающими тканями, безболезненна. Атерома может оставаться маленькой на протяжении многих лет, либо увеличиваться. Иногда атерома сообщается с поверхностью кожи через небольшое отверстие, через которое могут отделяться атероматозные массы (творожистые, с неприятным запахом). Часто атеромы нагнаиваются, кроме этого, может происходить разрыв атеромы в подкожную клетчатку.

 

Если атерома небольшая и не беспокоит больного, то ее можно не удалять. В остальных случаях показано хирургическое лечение. Атеромы удаляют под местной анестезией (обезболивание).

По внешнему виду атеромы и липомы очень схожи. Отличить их может только врач.

Что приводит к атероме?

Факторами, предрасполагающими к развитию атером, традиционно считаются неблагоприятные условия внешней среды и нарушения обмена веществ (хроническая травма, гипергидроз, гормональные дисфункции и пр.) Типичная локализация — лицо (надбровные дуги, область носогубного треугольника, подбородок, околоушные области), волосистая часть головы, задняя поверхность шеи, подмышечные впадины, межлопаточное пространство, промежность, половые губы, мошонка.

 

 Лечение атеромы

 

Удаление атером возможно либо хирургическим путем (иссечение с последующим наложением косметических швов), либо, при небольших размерах кисты, удаление с помощью лазера.

 

Жировики (липомы)

В официальной медицине жировик называют липомой. Под этим термином понимают опухоль из жировой ткани, что видно даже из названия, которое состоит из двух греческих слов: «lipos» — «жир» и «оmа» — «опухоль».  Причины возникновения жировиков до сих пор невыяснены.

Жировик может затрагивать не только кожу, но и жировую ткань, а также и другие виды тканей (как правило, соединительную).

В зависимости от глубины проникновения жировик различается по плотности: чем он глубже, тем плотнее. Наиболее часто жировик формируется под кожей. Он представляет собой неподвижное мягкое или эластичное образование, не причиняющее человеку никаких болезненных или неприятных ощущений. Жировик может появиться на любой части тела, где имеется жировая ткань: на голове, ноге, руке, спине, даже на половом члене.

Для уточнения диагноза рекомендуется провести ультразвуковое исследование. При подтверждении диагноза и согласии человека на хирургическое вмешательство опухоль удаляют. Эти же рекомендации распространяются и на жировики, образующиеся на других частях тела: ногах, руках, спине, животе и др.

Лечение липом

Жировик не представляет опасности для для состояния организма человека, так как является доброкачественной опухолью. Избавиться от липомы просто сбросив вес нельзя — жировик не исчезнет, так как это все же опухоль. Иногда наблюдается увеличение опухоли на фоне общего похудания. Жировики (липомы) удаляют под местной анестезией (обезболиванием). В большинстве случаев операция приводит к излечению.

Гигрома

Гигрома – образование, состоящее из достаточно хорошо выраженной капсулы и вязкого желеобразного прозрачного содержимого внутри. Нередко локализуется на кисти, и именно в этой области часто причиняет неудобства.

 

Четкого взгляда на причину возникновения этой напасти, как и многих других болезней – нет. Прослеживается связь с травмами, физическими нагрузками, но в ряде случаев гигрома появляется без всяких видимых причин. При этом образуется небольшое выбухание кожи, как будто внутри находится горошина или вишенка.

Излюбленная локализация образования – область лучезапястного сустава, хотя бывает, что она появляется и в других местах. Гигрома исходит из оболочек сустава, которые, вследствие неведомых нам причин, выпячиваясь между окружающими сустав связками и сухожилиями образуют характерное подкожное образование.

Она может длительно существовать, не причиняя неприятных ощущений, но со временем иногда появляются боли. Особенно часто беспокойства появляются у людей, которые вынуждены много работать руками. Поскольку гигрома связана с суставом, бывает, что жидкость перетекает в его полость. Тогда на какое-то время может создаваться впечатление, что образование исчезло, но, как правило, через какое-то время оно появляется вновь.

Дохирургическое лечение

В подавляющем большинстве случаев консервативные методы лечения бывают неэффективны. Попытки пунктировать гигромы – отсасывать шприцем жидкость, вводить туда различные вещества. При этом полость на время спадается, но сама оболочка никуда не девается, и жидкость рано или поздно накапливается вновь.

Совершенно ужасный и болезненный метод – раздавливание гигромы. В этом случае жидкость продавливается в полость сустава, или оболочка гигромы разрывается и содержимое изливается в ткани. Со временем, в лучшем случае все равно возникает рецидив. В худшем – в области травмированной гигромы может развиться воспалительная реакция вплоть до нагноения. После раздавливания рано или поздно оболочка заживает, восстанавливает свою герметичность, и гигромы появляется вновь.

Что делать самим?

Если вопрос с операцией еще не решился, а образование начинает интенсивно болеть, целесообразно постараться не нагружать больную руку. В идеале следует произвести иммобилизацию (создание неподвижности) сегмента конечности лонгетой. Местно и внутрь можно применять противовоспалительные препараты, неплохой эффект оказывает физиотерапия.

Когда делать операцию?

Гигрома – конечно, не рак, поэтому с операцией можно не спешить. Многие люди живут с этим образованием всею жизнь (иногда и не с одним), и не обращают на него никакого внимания. Об операции следует задуматься в случаях, когда гигрома создает неэстетичный внешний вид и вызывает боли при движениях. Еще одно показание к операции – быстрый рост образования. Если гирома явно увеличивается в размерах, затягивать с операцией не стоит, потому что большое образование будет труднее радикально удалить. А радикальная операция  — основной залог отсутствия рецидива.

Галеппо Вадим Андреевич

Заведующий отделением, врач-хирург

Спасибо за отзыв!

Ваш отзыв был получен и отправлен администратору!

Влияние возраста на ангиогенные свойства мезенхимальных стволовых клеток жировой ткани

Мезенхимальные стволовые клетки жировой ткани (МСК-ЖТ) способны стимулировать ангиогенез посредством продукции факторов роста и стабилизации растущих сосудов. МСК-ЖТ являются перспективным материалом для аутологичной клеточной терапии. Однако с возрастом пациентов активность их МСК-ЖТ, а, следовательно, и эффективность клеточной терапии могут снижаться. Целью нашей работы было оценить ангиогенные свойства МСК-ЖТ при старении.

Материал и методы. МСК-ЖТ были выделены из подкожной жировой ткани мышей линии BalB/с возраста 1–2, 12, 18 и 24 мес., а также 12 доноров трех возрастных групп (12 (5; 12) лет, 45 (41; 45) лет и 65 (59; 76) лет). МСК-ЖТ 2-го пассажа помещали на 48 ч в условия 1% или 20% содержания кислорода. Оценивали способность клеток стимулировать ангиогенез in vitro и in vivo.

Результаты. Способность МСК-ЖТ мышей стимулировать формирование капилляроподобных структур in vitro и васкуляризацию подкожных имплантатов Матригеля in vivo с возрастом снижалась в среднем на 60%. Содержание мРНК сосудистого эндотелиального фактора роста (VEGF) и плацентарного фактора роста (PlGF) в этих клетках снижалось, а фактора роста гепатоцитов (HGF) и компонентов системы внеклеточного протеолиза (рецептор к урокиназе, металлопротеиназы 2 и 9 типов, ингибитор активатора плазминогена-1) – возрастало с возрастом животных. Стимуляция экспрессии VEGF, PlGF и HGF в условиях гипоксии была выражена слабее в случае МСК-ЖТ старых животных. Экспрессия PlGF и ангиопоэтина-1, а также секреция VEGF и HGF МСК-ЖТ человека отрицательно коррелировали с возрастом донора.

Таким образом, при старении способность МСК-ЖТ стимулировать ангиогенез снижается в результате подавления экспрессии ключевых ангиогенных факторов.

На сегодняшний день накоплено значительное количество данных, свидетельствующих о том, что при старении организма происходят изменения количества и/или функциональных свойств всех типов прогениторных клеток, в том числе мезенхимальных стволовых клеток (МСК) ^[1–5]. МСК, выделенные из жировой ткани (МСК-ЖТ), считаются перспективным типом клеток для терапии различных заболеваний ишемического генеза благодаря способности стимулировать рост кровеносных сосудов, в частности, за счет секреции ангиогенных цитокинов и факторов роста. Локальное и системное введение МСКЖТ способствует увеличению количества сосудов в тканях с нарушенным кровоснабжением, приводит к улучшению кровотока в них и уменьшению или исчезновению симптомов ишемии, как было показано на моделях ишемии конечности ^[6–14] и инфаркта миокарда у животных ^{[6, 15–22]}.

Предполагается, что восстановление кровотока в ишемизированной ткани с помощью трансплантации МСК-ЖТ обусловлено несколькими механизмами. Во-первых, эти клетки секретируют ангиогенные факторы роста, включая сосудистый эндотелиальный фактор роста (VEGF), фактор роста гепатоцитов (HGF) и основный фактор роста фибробластов (bFGF), которые способствуют миграции и пролиферации эндотелиальных клеток и их предшественников, а также формированию новых сосудов ^{[7, 9, 11, 12, 14, 23, 24]}. Во-вторых, МСК-ЖТ могут дифференцироваться в гладкомышечные и эндотелиальные клетки растущих сосудов, а также стабилизировать их, выполняя функцию перицитов ^{[8, 15, 25, 26]}.

Старение оказывает, в целом, негативное влияние на функциональную активность прогениторных клеток жировой ткани. Так, было показано, что возраст пациентов обратно пропорционален количеству CD34+/CD133+ клеток-предшественниц в стромально-васкулярной фракции подкожного жира и их способности образовывать тубулярные структуры на Матригеле ^[27]. При старении снижается уровень пролиферации МСК-ЖТ и их остеогенный потенциал ^[28]. Возрастные изменения МСК костного мозга могут являться причиной снижения эффективности клеточной терапии инфаркта миокарда этими клетками в группе старых мышей по сравнению с молодыми ^{[2, 29]}. Изменение дифференцировочного потенциала и пролиферации МСК-ЖТ человека может являться важным патогенетическим фактором развития заболеваний, ассоциированных с возрастом, включая атеросклероз, сахарный диабет второго типа и гипертоническую болезнь.

В отдельных работах было показано, что с возрастом снижается продукция VEGF культивированными МСК-ЖТ крысы, уменьшается их пролиферативный потенциал и способность формировать тубулярные структуры на Матригеле ^{[30, 31]}. Тем не менее, данных о влиянии возраста на ангиогенные свойства МСК-ЖТ недостаточно.

В условиях гипоксии в МСК-ЖТ повышается экспрессия факторов, вовлеченных в регуляцию ангиогенеза, что определяет, в том числе, их активность в ишемизированных тканях при трансплантации. Культивирование клеток при низком содержании кислорода (1%) является одним из способов стимуляции ангиогенных свойств МСК-ЖТ ex vivo ^{[9, 23, 32, 33, 34]}, поэтому в нашем исследовании МСК-ЖТ, полученные от молодых и старых доноров, были культивированы как в стандартных, так и в гипоксических условиях.

Таким образом, целью работы являлась оценка ангиогенных свойств МСК-ЖТ при старении.

Материал и методы

Доноры

В исследование были включены 12 доноров, у которых были выделены образцы подкожной жировой ткани в ходе операции по поводу общей хирургической (аппендицит, паховая грыжа), гинекологической (миома матки) патологии или травмы нижней конечности. Критериями исключения считали наличие острых или хронических воспалительных заболеваний, онкологической патологии, тяжелой анемии и других гематологических заболеваний, аутоиммунные патологии, алкоголизм, пороки сердца, патологию миокарда, в том числе инфаркт миокарда в анамнезе, инсульт. Все доноры или их законные представители подписывали добровольное информированное согласие на взятие у них образца жировой ткани.

Доноры были разделены на 3 возрастные группы: младшая (12 (5; 12) лет, n = 3), средняя (45 (41; 45) лет лет, n = 5) и старшая (65 (59; 76) лет, n = 4). В каждой группе было по одному донору мужского пола, остальные – женского.

Животные

Исследование проводили на МСК-ЖТ самцов мышей линии Balb/c, предоставленных биоклиникой ФГУ РКНПК Росмедтехнологий. Содержание и использование лабораторных животных соответствовало правилам, принятым в институте. В эксперименте животные были разделены на несколько возрастных групп: молодые (1–2 мес., n = 16), взрослые (12 мес., n = 6), старые (18 мес., n = 9; 24 мес., n = 7).

Выделение МСК-ЖТ

МСК-ЖТ человека были выделены из подкожного жира, эксплантированного в ходе операции. МСК-ЖТ лабораторных животных были получены из подкожной жировой клетчатки, расположенной по латеральной поверхности нижней части туловища мышей.

Выделение клеток проводили согласно ранее опубликованному протоколу ^[35] с некоторыми модификациями. Полученные клетки высаживали в чашки Петри в количестве 5×104/см3 и инкубировали при 37°С, 5% СО2. На следующий день выполняли смену среды для удаления неприкрепившихся клеток. Клетки культивировали на необработанном белками клеточного Матрикса пластике в среде DMEM с низкой концентрацией глюкозы (HyClone), содержащей 10% фетальную бычью сыворотку, 100 ед/мл пенициллина и 100 ед/мл стрептомицина. При достижении 80% конфлюентности монослоя клетки пассировали. В экспериментах использовали МСКЖТ 2 и 3 пассажей, достигшие 70–80% конфлюентности.

Моделирование гипоксии

Для изучения влияния гипоксии на МСК-ЖТ мыши мы использовали метод, опубликованный практически одновременно S. Ohnishi с соавт. (2007) и E. Potier с соавт. (2007) ^{[36, 37]}. Клетки 2–3 пассажей в течение 24 ч депривировали в среде роста, не содержащей сыворотку, а затем помещали в условия 1% (гипоксия) или 20% (нормоксия) содержания кислорода на 48 ч. Клеточные культуры исследовали немедленно после изъятия из гипоксического инкубатора.

Выделение РНК из клеток

Выделение РНК из культивированных клеток проводили с использованием Qiagen RNeasy Mini Kit, согласно руководству, приложенному к набору. Концентрацию РНК определяли по поглощению раствора РНК при длине волны 260 нм с помощью прибора NanoDrop200.

Количественная ПЦР с обратной транскрипцией в реальном времени

Синтез кДНК проводили с использованием набора Fermentas Reverse Transcription Reagents, согласно руководству, приложенному к набору. ПЦР в реальном времени проводили на приборе RotorGene R6-3000 (Corbett Research) с использованием SYBR Green PCR Master Mix (10 мкл), 1 мкл кДНК и 1 мкл смеси праймеров в концентрации 1–5 мкМ. Условия для ПЦР выдерживали следующие: 95°С в течение 10 мин, затем 40 циклов 95°С – 15 с, n°С – 20 с (где n – температура, эмпирически подобранная для каждой пары праймеров), 72°С – 20 с. Использованные праймеры представлены в таблице.

Содержание исследуемых мРНК нормировали по уровню сигнала, получаемого для кДНК L7, b-actin и gapdh (гены домашнего хозяйства). Все эксперименты были дублированы для каждого образца клеток.

Оценка уровня секреции VEGF и HGF МСК-ЖТ в среду культивирования

Анализ содержания в среде культивирования МСК-ЖТ человека VEGF и HGF проводили с помощью иммуноферментного анализа (ELISA) с использованием наборов реагентов компании R&D Systems (США), согласно руководству, приложенному к набору. Предварительно кондиционированную в течение 48 ч среду, полученную при культивировании МСКЖТ от разных доноров, концентрировали в 10 раз с использованием специальных реагентов (Centricon, Millipore) и измеряли количество VEGF и HGF в каждой пробе с двукратными повторами.

Формирование капилляроподобных структур эндотелиоцитами

Влияние кондиционированной среды МСК-ЖТ на рост кровеносных сосудов in vitro оценивали на модели образования капилляроподобных структур на Матригеле. Для этого эндотелиальные клетки пупочной вены человека (HUVEC) 2–4 пассажа высаживали на 48-луночный планшет (2×104 клеток на лунку), покрытый Матригелем, обедненным ростовыми факторами. В культуральную среду HUVEC добавляли кондиционированную среду в соотношении 1:2. Каждый образец кондиционированной среды использовали не менее чем в двух лунках. В качестве отрицательного контроля использовали культуральную среду HUVEC, не содержащую сыворотку, в качестве положительного контроля – среду роста HUVEC, содержащую 20% фетальную бычью сыворотку. Планшет помещали в CO2-инкубатор при 37°С на 24 ч, после чего оценивали образование капилляроподобных структур с помощью светового микроскопа (Leica, Германия). Суммарную длину трубчатых структур в 5 случайно выбранных полях зрения в каждой лунке подсчитывали на изображениях, полученных при использовании объектива ×10, с помощью программы MetaMorph 5.0 (Universal Imaging).

Ангиогенез в подкожном имплантате Матригеля

Влияние МСК-ЖТ, полученных от молодых (МСКЖТмол) и старых (МСК-ЖТстар) животных, на рост кровеносных сосудов in vivo оценивали на модели ангиогенеза в подкожных имплантатах Матригеля, введенных старым мышам в возрасте 18 мес. (n = 3), как описано нами ранее ^[33].

Статистический анализ

Статистическую обработку результатов выполняли с использованием пакета статистических программ SigmaStat 9.0. При подтверждении нормальности распределения признака критериями Колмогорова – Смирнова и Шапиро – Уилка для сравнения двух независимых групп использовали t- критерий Стьюдента, в противоположном случае применяли непараметрический метод – U-критерий Манна – Уитни. Для сравнения зависимых групп использовали парный t- критерий Стьюдента для нормально распределенных выборок и критерий Вилкоксона для парных сравнений в случае выборок с распределением, отличным от нормального. Для сравнения трех и более независимых групп использовали при нормальном распределении признака параметрический однофакторный анализ вариаций (ANOVA), в случае несоответствия распределений признаков закону нормальности применяли ранговый анализ вариаций по Краскелу – Уоллису. Данные в тексте и на графиках представлены в виде среднее ± стандартная ошибка среднего (SEM) или как медиана (25-й и 75-й процентили), если не указано иначе. Различия считали статистически значимыми при уровне значимости p < 0,05.

Результаты

Способность МСК-ЖТ мышей стимулировать ангиогенез in vitro и in vivo снижается с возрастом

Ангиогенный потенциал МСК-ЖТмол и МСКЖТстар сравнивали по способности стимулировать васкуляризацию имплантатов Матригеля, введенных подкожно старым мышам (18 мес.). С помощью двойного иммунофлуоресцентного окрашивания срезов Матригеля на маркеры эндотелия сосудов CD31 и перицитов NG2 (рис. 1Б) было установлено, что МСК-ЖТстар в меньшей степени стимулировали васкуляризацию подкожных имплантатов Матригеля, чем МСК-ЖТмол, однако различия наблюдали на уровне тенденции – без статистической значимости (плотность сосудов 954 (759; 1020) и 1379 (1109; 1517) соответственно, p = 0,091; плотность капилляров – СD31+-образований без просвета или длиной менее 20 мкм – 523 (455; 531) и 979 (688; 1087) соответственно, р = 0,069) (рис. 1А).

На модели образования капилляроподобных структур эндотелиальными клетками на Матригеле in vitro мы обнаружили, что кондиционированная среда от МСК-ЖТстар стимулировала формирование тубулярных структур достоверно в меньшей степени (p = 0,01), чем среда от МСК-ЖТмол (рис. 2А, Б). Гипоксия приводила к повышению общей длины образованных тубулярных структур, причем в схожей степени в случаях «старых» и «молодых» клеток (13±3% для МСК-ЖТмол, 11±4% для МСК-ЖТстар).

При старении изменяется профиль экспрессии генов, кодирующих ангиогенные факторы МСК-ЖТ, культивированных в стандартных или гипоксических условиях

Ранее нами было показано, что в МСК-ЖТ, полученных от старых животных, происходят изменения, характерные для стареющих клеток: укорочение теломер, снижение скорости пролиферации, усиление оксидативного стресса (повышение продукции активных форм кислорода и NO и снижение экспрессии глутатион-пероксидазы) ^[38].

Поскольку предполагается, что способность МСК-ЖТ стимулировать рост кровеносных сосудов обусловлена в значительной степени продукцией паракринных факторов, мы проанализировали профиль экспрессии генов факторов, регулирующих процессы ангиогенеза, в МСК-ЖТ животных разного возраста. Мы обнаружили, что экспрессия VEGF в 2 раза снижалась с возрастом, были найдены статистически значимые различия между данным показателем для МСК-ЖТ, полученных от животных в возрасте 1–2 мес., и МСК-ЖТ мышей в возрасте 12, 18 и 24 мес., а между последними двумя группами не было обнаружено достоверных различий (рис. 3А). С возрастом также наблюдалось постепенное снижение экспрессии плацентарного фактора роста (PlGF) – более чем в 4 раза (рис.3А). Однако экспрессия HGF была в 3 раза выше в группах взрослых и старых животных по сравнению с молодыми (рис. 3А).

Ранее нами было показано, что инкубация МСКЖТ в условиях гипоксии вызывает повышение содержание белка HIF-1α в этих клетках и активацию экспрессии генов факторов роста, стимулирующих ангиогенез ^{[23, 32, 33]}. Гипоксия стимулировала экспрессию VEGF, причем ответ клеток на нее также зависел от возраста доноров: в случае МСК-ЖТстар стимуляция экспрессии VEGF в условиях гипоксии была выражена слабее по сравнению с МСК-ЖТмол и МСК-ЖТвзр (рис. 3Б). Гипоксия приводила к выраженному повышению экспрессии PlGF, но в группе самых старых животных (24 мес., n = 7) эта реакция была достоверно снижена (рис. 3Б). Изменение экспрессии HGF в условиях гипоксии было менее выражено у клеток старых мышей по сравнению с МСК-ЖТмол (рис. 3Б).

Помимо ангиогенных факторов роста, в процессы ангиогенеза вовлечены факторы, регулирующие направленную миграцию клеток и включение их в состав стенок образующихся сосудов, а также ремоделирование внеклеточного матрикса, такие как урокиназа (uPA) и её рецептор (uPAR), ингибитор активатора плазминогена-1 (PAI-1), матриксные металлопротеиназы-2 и 9 (MMP-2 и ММР-9). Уровень экспрессии MMP-2 и MMP-9 был существенно повышен (в 3 и 5 раз, соответственно) в клетках животных в возрасте 18 мес., но снижен в группе мышей 24 мес. (рис. 3В). Экспрессия uPAR была повышена в МСК-ЖТстар, однако наименьший уровень показателя был характерен не для МСК-ЖТмол, а для МСК-ЖТвзр (рис. 3В). Содержание мРНК uPA было статистически значимо снижено только в клетках мышей в возрасте 12 мес. (рис. 3В). Гипоксия приводила к снижению экспрессии данных факторов, хотя наблюдалось незначительное повышение содержания мРНК ММР-2 и ММР-9 в клетках мышей в возрасте 12 мес., а экспрессия uPAR повышалась в МСК-ЖТмол.

Экспрессия ингибиторов ангиогенеза (эндостатина (ENDS) и тромбоспондина 1 (TВS1)), а также PAI-1 (в малых концентрациях – стимулятор, в больших – ингибитор ангиогенеза) была снижена в МСК-ЖТвзр, но повышена в клетках старых мышей, хотя статистически значимые различия с клетками молодых животных были получены только для PAI-1 (рис. 3Г). Гипоксия приводила к снижению экспрессии антиангиогенных факторов во всех возрастных группах.

Ангиогенный потенциал МСК-ЖТ человека, полученных от доноров разного возраста

Анализ профиля экспрессии в МСК-ЖТ различных факторов, принимающих участие в ангиогенезе (VEGF, PlGF, HGF, ангиопоэтин 1 типа (ANGP1)), выявил тенденцию к снижению их продукции с возрастом, однако уровня статистической значимости достигли только различия между пациентами разных возрастных групп по содержанию мРНК PlGF и ANGP1 (рис. 4).

Согласно нашим данным, уровень секретируемого в среду культивирования VEGF значимо снижался с возрастом и составлял в среднем 45,05, 11,47 и 7,86 нг/млн клеток, а HGF – 3,71, 2,20 и 0,85 нг/млн клеток для МСК-ЖТ младшей, средней и старшей возрастных групп соответственно (рис. 5). Стоит отметить, что экспрессия некоторых ингибиторов ангиогенеза – ENDS и TBS1 – также снижалась в МСК-ЖТ доноров среднего возраста по сравнению с младшей возрастной группой (см. рис. 4).

Содержание мРНК компонентов протеолитических систем, таких как uPAR, PAI-1, MMP-2, MMP-9, увеличивалось с возрастом, хотя небольшой объем выборки не позволяет сделать однозначные выводы о характере этих изменений (рис. 6).

Обсуждение

Стволовые клетки опосредуют физиологическое обновление и регенерацию тканей организма в течение всей жизни. Возможно, что снижение способности организма к регенерации с возрастом обусловлено изменением функциональной активности стволовых и прогениторных клеток. В данном исследовании мы показали, что с возрастом способность МСК-ЖТ стимулировать рост кровеносных сосудов снижается, по-видимому, в результате изменения профиля экспрессии генов, кодирующих факторы регуляции ангиогенеза.

Подавление функциональной активности клетокпредшественниц при старении может быть обусловлено несколькими механизмами, включая укорочение длины теломер и снижение активности теломеразы ^[39], ослабление антиоксидантной защиты клеток и/или увеличение оксидативного стресса ^[40], необратимую модификацию белков, а также нарушение репарации геномной ДНК и изменение паттерна ее метилирования ^[2].

Так, с возрастом уменьшается количество МСК костного мозга ^{[4, 41, 42]}, снижаются их пролиферативная активность и дифференцировочный потенциал ^{[1, 2, 5]}. В отличие от костного мозга, количество МСК-ЖТ, оцененное с помощью проточной цитофлуорометрии, не уменьшается с возрастом ^{[43, 44]}, однако происходит подавление клоногенной способности, пролиферации ^{[31, 45, 46]} и дифференцировочного потенциала ^{[28, 43, 47]} этих клеток. Ранее нами было показано, что в МСК-ЖТ старых животных происходят изменения, характерные для стареющих клеток: укорочение теломер, снижение скорости пролиферации, усиление оксидативного стресса (повышение продукции активных форм кислорода и NO и снижение экспрессии глутатионпероксидазы), а также повышается способность этих клеток к остеогенной дифференцировке ^[38].

Мы обнаружили, что старение вызывает подавление ангиогенной активности МСК-ЖТ. Похожий результат был получен для МСК костного мозга ^[48]. Регенераторный потенциал МСК-ЖТ опосредован секрецией паракринных факторов ^{[6, 7, 12, 23, 24]}, поэтому мы проанализировали экспрессию генов ангиогенных факторов в МСК-ЖТ старых мышей и установили, что содержание мРНК VEGF и PlGF в этих клетках было меньше, чем в МСК-ЖТмол. Показано, что профиль экспрессии генов в МСК изменяется при старении. Так, в МСК костного мозга мышей 2, 8 и 26 мес различаются по экспрессии более 8000 генов ^[49]. Наши результаты также согласуются с данными о том, что при старении экспрессия VEGF МСК костного мозга ^[48] и его продукция МСК-ЖТ ^[30] снижаются.

Снижение экспрессии в МСК ангиогенных факторов, включая VEGF и трансформирующий фактор роста-β, с возрастом сопровождается увеличением экспрессии ингибиторов ангиогенеза, таких как TBS2 ^[50], TBS1 и PAI-I ^[51], что вполне согласуется с нашими результатами. В МСК-ЖТ, полученных как от пациентов старше 60 лет, так и от мышей в возрасте 18 мес., была обнаружена повышенная экспрессия генов факторов, вовлеченных в ремоделирование внеклеточного матрикса, таких как uPAR, MMP2, ММР9 и PAI-1, по сравнению с клетками от молодых доноров. Это может свидетельствовать об увеличении «инвазивных» и миграционных свойств прогениторных клеток с возрастом. На кератиноцитах человека было показано, что активация системы uPA/uPAR в мигрирующих клетках сопряжена с повышением экспрессии опухолевого супрессора p16/INK4a, который является маркером старения отдельных клеток и организма в целом ^[52]. Следует также учитывать, что старение оказывает негативное влияние на способность МСК синтезировать компоненты внеклеточного матрикса ^[5], что в сочетании с усилением активности клеточных протеаз может приводить к модификации околоклеточного микроокружения. В клетках от самых старых животных экспрессия вышеописанных факторов, за исключением PAI-1, снижается, что может быть обусловлено резким замедлением регенераторных процессов в ходе старения, обнаруженным у многих организмов.

Участие PAI-1 в изменении ангиогенеза при старении может быть неоднозначным. PAI-I является мишенью p53 ^[53] и играет важную роль в регуляции миграции клеток, сигнальных путей факторов роста, развития фиброза ^[54] и нарушения фибринолиза, обусловливая тем самым патогенез заболеваний, ассоциированных с возрастом ^[55]. Наши результаты об изменении экспрессии PAI-1 с возрастом хорошо согласуются с данными об увеличении PAI-I в печени и жировой ткани крыс ^[56] и фибробластов человека ^[57] при старении. Эффект PAI-1 на ангиогенез, по некоторым данным, дозозависимый: в физиологических концентрациях (до 100 нг/мл) он действует как ангиогенный и туморогенный фактор, а в более высоких – как ингибитор ангиогенеза ^{[58, 59]}. В связи с этим необходимо определить, как меняется с возрастом концентрация PAI-1 в кондиционированной среде МСК-ЖТ и каков его вклад в ухудшение ангиогенного потенциала стареющих МСК-ЖТ.

Мы также показали, что возраст может оказывать влияние на экспрессию и продукцию факторов, регулирующих ангиогенез, в МСК-ЖТ человека. Однако представляется крайне затруднительным подобрать сравнимые между собой группы доноров, которые различались бы только по возрасту. Множество других факторов, включая пол донора, наличие у него избыточной массы тела и хронических заболеваний, может влиять на свойства прогениторных клеток.

Мы обнаружили, что ответ на гипоксию МСК-ЖТ старых животных выражен слабее. Схожие результаты были получены для МСК костного мозга старых животных, которые реагировали на культивирование в условиях аноксии и последующую реоксигенацию в меньшей степени, чем клетки молодых животных ^[48]. Усиление пролиферации МСК-ЖТ старых крыс и секреция этими клетками VEGF в ответ на гипоксию также были менее выражены по сравнению с клетками молодых животных ^[30]. Ослабление ответа МСК на гипоксию может быть обусловлено нарушением стабилизации HIF-1а. Так, уменьшение содержания белка HIF-1а и его транскрипционной активности при старении вызывало подавление экспрессии VEGF в ответ на гипоксию в гладкомышечных клетках аорты кроликов ^[60]. Снижение стабильности HIF-1а с возрастом может быть обусловлено усилением экспрессии ферментов, ответственных за его деградацию, а также нарушением транспорта HIF-1а в ядро в результате снижения экспрессии импортина-α ^[61].

Таким образом, при старении способность МСКЖТ стимулировать ангиогенез снижается. Наши данные указывают на необходимость разработки методов предтрансплантационной стимуляции аутогенных МСК-ЖТ у пациентов старшего возраста либо использования для таких пациентов донорских клеток.

Взаимосвязь между липидомными профилями плазмы и плотностью коричневой жировой ткани у людей

Субъекты и образцы

Здоровых добровольцев со значениями BAT-d ≥ 74,0 мкМ набирали из группы лиц в возрасте 20–59 лет ( n = 52) , которого мы ранее оценивали зимой 2016 года в районе Токио. Среди этих людей 23 добровольца с более высокими значениями BAT-d согласились участвовать в исследовании летом 2017 года, а 21 — зимой 2018 года.Были набраны добровольцы, соответствующие возрасту, полу и индексу массы тела (ИМТ) с более низкими значениями BAT-d ≤70,0 мкМ ( n = 69); 29 добровольцев согласились принять участие в исследовании летом 2017 года, а 25 — зимой 2018 года. Таким образом, мы протестировали 23 мужчин и 23 женщины зимой и летом (возраст участников: 21–55 лет), получив 92 плазмы. образцы. После того, как участники прибыли в лабораторию, были измерены следующие параметры: рост, масса тела, процентное содержание жира в организме (% BF), площадь висцерального жира (VFA), систолическое артериальное давление (САД), диастолическое артериальное давление (ДАД), частота сердечных сокращений (ЧСС), BAT-d и липидные метаболиты в плазме крови.Температура в помещении регулировалась от 23 до 27 ° C с помощью кондиционера. Дизайн и протоколы исследования были одобрены институциональным наблюдательным советом Токийского медицинского университета (разрешение № 2017-199) в соответствии с этическими принципами, содержащимися в Хельсинкской декларации. Письменное информированное согласие было получено от всех участников.

Измерение антропометрических параметров и параметров кровообращения

ИМТ рассчитывался следующим образом: вес тела в килограммах делился на квадрат роста в метрах (кг / м ² ).% BF оценивали методом многочастотного биоэлектрического импеданса (Inbody 720; InBody Japan, Токио, Япония). VFA на уровне L4 брюшной полости оценивали с помощью анализа биоэлектрического импеданса (EW-FA90; Panasonic, Осака, Япония). САД, ДАД и ЧСС измеряли с помощью автоматического сфигмоманометра (HBP-9020; Omron Healthcare, Киото, Япония).

Измерения BAT-d

BAT-d, оцененные с помощью [total-Hb] _sup с использованием NIR _TRS (TRS-20; Hamamatsu Photonics K.K., Хамамацу, Япония), измеряли в течение 1 мин при 23–27 ° C. Зонды помещали на кожу надключичной области, которая может содержать BAT, и участники должны были оставаться в сидячем положении во время измерений, как описано ранее [8, 17, 20, 21, 22]. По сравнению с длинами волн видимого света, длины волн ближнего ИК-диапазона (700–3000 нм) показывают меньшее рассеяние и, следовательно, лучшее проникновение в биологические ткани. Однако поглощение света водой ограничивает проникновение в ткани при длине волны более 900 нм; таким образом, для измерений подходит диапазон 650–900 нм [23].Соответственно, мы использовали длины волн ближнего ИК-диапазона 760, 800 и 830 нм для оценки концентраций оксигемоглобина, дезоксигемоглобина и общего гемоглобина. С помощью 3-сантиметрового зонда, используемого в этом исследовании, свет может достигать средней глубины 2 см [24], где потенциально может находиться НДТ [25].

Ткань освещалась оптическим волокном с диаметром сердцевины 200 мкм импульсным светом, генерируемым световыми импульсами ps, с полной шириной 100 пс на полувысоте, частотой повторения 5 МГц и средней мощностью 80 мкВт для на каждой длине волны.Испускаемые фотоны проникали в ткань и отражались в пучок оптических волокон диаметром 3 мм, через который они направлялись в фотоумножитель для обнаружения одиночных фотонов и в схему обработки сигнала для измерения с временным разрешением. Используя нелинейный метод наименьших квадратов, оцифрованные данные временного профиля из образца или ткани in vitro были подогнаны к теоретическому временному профилю, полученному из аналитического решения теории диффузии фотонов с полубесконечной моделью однородного отражения.После свертки с функцией отклика прибора, чтобы можно было компенсировать временную характеристику самого прибора, значения коэффициента поглощения и значения приведенного коэффициента рассеяния на 760, 800 и 830 нм были получены с использованием метода аппроксимации наименьших квадратов. Затем рассчитывали абсолютную концентрацию общего гемоглобина как сумму концентраций оксигемоглобина и дезоксигемоглобина [8, 17, 23]. Система NIR _TRS собирала данные каждые 10 с. Коэффициент вариации для повторных измерений концентрации общего Hb составлял 4.9% [17].

Наше предыдущее исследование показало, что пороговое значение 74,0 мкМ [total-Hb] _sup для различения отрицательных BAT и положительных BAT (оценивается с помощью FDG-PET / CT) дает наилучшую точность прогноза 82,8% с чувствительностью 75,0%, специфичность 100%, положительная прогностическая ценность 100% и отрицательная прогностическая ценность 64,3% [17].

Метаболический анализ

Chemicals

Метанол для ЖХ-МС, 2-пропанол, ацетонитрил, хлороформ для высокоэффективной жидкостной хроматографии и 1 М раствор формиата аммония были получены от Wako (Осака, Япония).В качестве внутренних стандартов (IS) использовали три реагента: N, -лауроил-d-эритросфингозилфосфорилхолин от Avanti Polar Lipids (Алабастер, Алабастр, США), этодолак от Wako и 1,2-димиристоил-sn-глицеро -3-фосфохолин был от Tokyo Chemical Industry (Токио, Япония). Воду очищали на системе Milli-Q (Merck Millipore, Бедфорд, Массачусетс, США).

Обработка плазмы человека

Образцы крови из средней локтевой вены были взяты гладкой венепункцией с использованием минимального стаза и сохранены в силиконизированных стеклянных пробирках с этилендиаминтетрауксусной кислотой (VenoJect; Terumo, Tokyo, Japan).Плазма для нецелевого метаболомного профиля была получена после центрифугирования при 3000 × g при 4 ° C в течение 10 мин и хранилась при -80 ° C до анализа липидных метаболитов. Плазму человека (30 мкл) смешивали с 2-пропанолом (270 мкл), содержащим 0,222 мкМ IS ( N, -лауроил-D-эритросфингозилфосфорилхолин, этодолак, 1,2-димиристоил-sn-глицеро-3-фосфохолин). После центрифугирования при 15780 × g в течение 10 мин при 4 ° C супернатанты переносили в другую пробирку и сушили в вакууме в течение 1 ч при комнатной температуре (VC-96W; TAITEC, Сайтама, Япония).Образцы смешивали со 150 мкл метанола, хлороформа и воды Milli-Q в объемном соотношении 2: 4: 1 (об: об: об) и центрифугировали при 15780 × g в течение 5 минут при 4 ° C. Наконец, 100 мкл супернатанта использовали для анализов LC-TOF-MS.

Условия ЖХ

Система ВЭЖХ представляла собой прибор Agilent Technologies 1290 Infinity (Agilent Technologies, Санта-Клара, Калифорния, США), состоящий из пробоотборника HiP, четвертичного насоса и колоночного отсека. Хроматографическое разделение проводили на колонке ACQUITY UPLC HSS T3 (2.1 в.д. × 50 мм, 1,7 мм; Waters, Милфорд, Массачусетс, США) при 45 ° C. Подвижная фаза, состоящая из растворителя A (0,5 мМ формиата аммония в воде, метаноле и ацетонитриле в объемном соотношении 3: 1: 1) и растворителя B (0,5 мМ формиата аммония в 2-пропаноле), подавалась с потоком скорость 0,3 мл / мин. Градиентное элюирование приведено в таблице 1S. Общее время анализа ЖХ-МС составляло 25 мин / образец.

Условия МС

Детектирование МС проводили на TOF-MS Agilent Technologies G6230B. Образцы анализировали в режиме положительных и отрицательных ионов.Параметры прибора были установлены следующим образом: температура сушильного газа 350 ° C, поток сушильного газа 12 л / мин, распыление при 55 фунтах на кв. Дюйм, Vcap при 4000 В (положительное) и 3500 В (отрицательное), фрагментация при 180 В, снятие пленки при 90 В, Octopole RF Peak при 230 В (положительный) и 210 В (отрицательный), диапазон масс 50–1700 m / z и скорость сканирования 1,00 спектр / с. Для обработки данных использовалось программное обеспечение Agilent MassHunter Qualtative Analysis (версия B.08.00; Agilent Technologies).

Выбор сигнала для анализа

Обработанные образцы плазмы разбавляли добавлением метанола, хлороформа и воды Milli-Q в объемном соотношении 2: 4: 1, содержащих 2 мкМ IS ( N -лауроил-d-эритро- сфингозилфосфорилхолин, этодолак, 1,2-димиристоил-sn-глицеро-3-фосфохолин).Всего четыре образца (разбавленные × 1, × 1/2, × 1/4 и × 1/8) были проанализированы с помощью LC-TOF-MS. Таким образом, 1771 теоретическое значение m / z было получено из метаболитов, перечисленных в категории липидного метаболизма в базе данных лигандов Киотской энциклопедии генов и геномов (KEGG), и жирных кислот, фосфолипидов, нейтральных липидов и сфинголипидов со всеми возможными комбинациями жирные цепи. Пики были извлечены с помощью MassHunter (допуск совпадения: 10 ppm, ион аддукта: + H, + NH ₄ (положительный) –H, + HCOO (отрицательный), количество высот: 1000 или более, диапазон числа зарядов: 1-2 ).Пики были сопоставлены в четырех образцах в соответствии со значениями m / z и временами удерживания. В общей сложности 159 пиков были обнаружены только в одном из четырех образцов, 153 пика были обнаружены в двух из четырех образцов, 189 пиков были обнаружены в трех из четырех образцов и 149 пиков были обнаружены во всех образцах. Пики с разными ионами аддукта при одинаковом времени удерживания соответствовали пикам с большими площадями. Для пиков, обнаруженных в трех из четырех образцов, пики демонстрируют высокую линейность ( R = 0.8, n = 3, 4) среди площадей пиков и степени разбавления были выбраны для дальнейшего анализа. Также были отобраны пики, обнаруженные в двух из четырех образцов. Всего было проанализировано 398 пиков.

Анализ данных и статистический анализ

Обработка данных для липидных метаболитов проводилась с использованием программного обеспечения MassHunter Qualitative Analysis (Agilent) в соответствии с типичными процедурами [26]. Возможные названия метаболитов были присвоены путем сравнения наблюдаемых и теоретических значений m / z в пределах 10 ppm.В качестве метаболитов-кандидатов было рассчитано 1771 теоретическое значение m / z для жирных кислот, фосфолипидов, нейтральных липидов, сфинголипидов и метаболитов в категории липидного метаболизма базы данных KEGG Pathway. Пики были интегрированы автоматически, а затем обнаруженные пики были обработаны вручную. Площадь каждого пика делили на площади N -лауроил-d-эритросфингозилфосфорилхолина для получения относительных площадей, и все образцы измеряли в одной партии для устранения неожиданной систематической ошибки, вызванной чувствительностью МС.

Корреляционный анализ Спирмена использовался для оценки корреляции между метаболитами и других наблюдений, таких как BAT-d. Значения P были скорректированы по частоте ложного обнаружения, чтобы получить значения Q с учетом нескольких независимых тестов (GraphPad Prism ver. 7.03; SAS Institute Inc., Кэри, Северная Каролина, США). После этого Mev TM4 (версия 4.9.1) использовался для демонстрации ранжирования корреляций между BAT-d и метаболитами [27].

Первичной переменной результата для оценки размера выборки было сезонное изменение BAT-d.Первичная гипотеза была проверена на двунаправленных альтернативах с 5% уровнем значимости. Цель заключалась в достижении мощности не менее 80% для обнаружения минимальной конечной разницы в сезонном изменении BAT-d. В результате чистый размер выборки составил не менее 35 участников.

Антропометрические параметры и параметры кровообращения были выражены как средние значения ± стандартное отклонение (SD). Если нормальность выявлялась с помощью теста Шапиро-Уилка, использовались парные t -тесты для проверки сезонных различий антропометрических параметров и параметров кровообращения.Если нормальность не была обнаружена, проводились подписанные ранговые тесты Уилкоксона. Кроме того, для изучения половых различий использовались тесты Велча t или критерии Манна-Уитни после того, как для каждого параметра был проведен тест на нормальность. Значения P и Q определяли для оценки корреляций между BAT-d и каждым метаболитом, а также между показателями ожирения (% BF и VFA) и каждым метаболитом. Одномерный и многомерный регрессионные анализы проводили следующим образом: BAT-d как зависимая переменная с возрастом, BMI,% BF, VFA и каждым метаболитом в плазме как независимыми переменными; и каждый метаболит как зависимая переменная с полом, сезоном, возрастом и ИМТ как независимыми переменными.Трехфакторный дисперсионный анализ использовался для проверки взаимодействий (группа BAT-d × сезон × пол) и основных эффектов (группа BAT-d, сезон и пол). Чтобы разделить BAT-d на две группы (высокую и низкую), использовали пороговое значение, полученное в предыдущем исследовании зимой [17] (высокое, [total-Hb] _sup ≥ 74,0 мкМ; низкое <74,0 мкМ). Для проведения анализа категориальные переменные были установлены на «0» для низкой группы и «1» для высокой группы, «0» для лета и «1» для зимы, а также «0» для женщин и «1» для мужчин. .Статистически значимыми считались результаты со значениями P <0,05. Эти анализы проводились с использованием SPSS (IBM SPSS Statistics 25; IBM Japan, Tokyo, Japan).

Трехмерная визуализация жировой ткани выявляет региональные различия в биогенезе бежевого жира и PRDM16-зависимую плотность симпатического нейрита

Основные моменты

•

Adipo-Clear позволяет проводить трехмерное профилирование иммунной метки целой жировой ткани

Подкожный и висцеральный жир демонстрируют резкие различия в архитектуре ткани

•

Подкожный жир демонстрирует региональные вариации в биогенезе бежевого жира, вызванного холодом

•

Симпатические нервы в подкожном жире демонстрируют региональные вариации, зависимые от PRDM16

Резюме

В то время как внутренние пути, управляющие развитием и фенотипом бежевых адипоцитов, становятся все более разграниченными, сравнительно мало известно о том, как бежевые адипоциты взаимодействуют с другими типами клеток жира.Здесь мы представляем метод очистки всей ткани от жировой ткани, который позволяет иммуномаркировать и трехмерное профилирование структур, включая термогенные адипоциты и симпатическую иннервацию. Мы обнаружили, что структура ткани и симпатическая иннервация значительно различаются между подкожными и висцеральными депо. Подкожно-жировая клетчатка демонстрирует заметные региональные различия в биогенезе бежевого жира с локализацией бежевых адипоцитов UCP1 ⁺ в областях с плотными симпатическими нейритами.Мы представляем доказательства того, что плотность симпатических проекций зависит от PRDM16 в адипоцитах, обеспечивая еще один потенциальный механизм, лежащий в основе метаболических преимуществ, опосредованных PRDM16. Этот мощный инструмент визуализации подчеркивает взаимодействие компонентов ткани во время биогенеза бежевого жира и выявляет ранее не описанный способ регуляции симпатической нервной системы адипоцитами.

Ключевые слова

бежевые адипоциты

жировая ткань

PRDM16

симпатическая нервная система

очистка ткани

световая флуоресцентная микроскопия

Рекомендуемые статьи Цитирующие статьи (0)

Просмотр аннотации

Рекомендуемые статьи

Цитирующие статьи

Плотность жировой ткани, расчетная липидная фракция жировой ткани и ожирение всего тела у трупов мужчин — Исследовательский портал Канберрского университета

@article {3d5263432e8e4a31b63f1c1c1cipose1d8a40005, плотность липидов =

фракция и ожирение всего тела у трупов мужчин «,

abstract =» Липиды и вода вместе обычно составляют более 90 от массы жировой ткани тела.Хотя в некоторых отчетах было показано, что доля липидов в жировой ткани у людей с ожирением больше, чем у худых, количественная взаимосвязь между фракцией липидов жировой ткани и общим ожирением никогда не исследовалась. Мы вскрыли шесть трупов мужчин без бальзамирования и взвесили всю жировую ткань (диапазон 9,7-25,7 кг), что позволило рассчитать процент ожирения как 100 x общая масса жира / масса тела (диапазон 17,8-43,9%). Объем жировой ткани определяли путем гидростатического взвешивания всех частей рассеченной жировой ткани.Для шести трупов плотность жировой ткани всего тела составляла 0,925–0,970 г / мл. На основе трехкомпонентной модели жировой ткани (липид, вода и сухие обезжиренные твердые вещества) было получено выражение для липидной фракции F. После принятия плотности жирового липида (0,905 г / мл), воды при 36 ° C (0,997 г / мл) и сухого обезжиренного компонента (1,38 г / мл) уравнение упростилось до F = 6,256 / D-5,912, где D — плотность жировой ткани (г / мл). Затем была рассчитана фракция липидов для каждого из шести трупов: диапазон (0.54-0,85) отлично согласуется с опубликованными данными. Обнаружилась значимая корреляция (r = 0,95, P <0,005) между рассчитанной липидной фракцией и процентом ожирения. Уравнение регрессии, предсказывающее фракцию липидов из процента ожирения, было y = 0,327 + 0,0124x. Мы пришли к выводу, что расчетная доля липидов в жировой ткани человека показывает как широкий диапазон, так и сильную положительную линейную связь с общей жирностью тела. ",

ключевые слова =» Жировая, трупная, липидная фракция, водная фракция «,

автор = «Мартин, {А.Д.} и Даниэль, {М. З.} и Дринкуотер {Д. Т.} и Клэрис, {Дж. P.} «,

год =» 1994 «,

language =» Английский «,

объем =» 18 «,

страниц =» 79-83 «,

journal =» Международный журнал ожирения » ,

issn = «0307-0565»,

publisher = «Nature Publishing Group»,

number = «2»,

}

Функциональная проверка конструкции жира in vitro

Ожирение, определяемое как тело индекс массы 30 кг / м ² или выше, значительно увеличился по частоте и частоте в Соединенных Штатах и ​​во всем мире.Сопутствующие сопутствующие заболевания, включая сердечно-сосудистые заболевания, сахарный диабет 2 типа, метаболический синдром и неалкогольную жировую болезнь печени, заставили сосредоточиться на механизмах, способствующих профилактике и лечению ожирения. Обычно используемые модели in vitro используют линии клеток преадипоцитов человека или мыши в 2-мерном (2D) формате. Из-за структурных, биохимических и биологических ограничений этих моделей повышенное внимание было уделено технологиям «орган на чипе» для трехмерной (3D) культуры.В данном документе мы описываем способ, в котором используются криоконсервированные первичные клетки стромальной сосудистой фракции человека (SVF) и биологический каркас, полученный из продуктов крови человека, для создания трехмерного депо жировой ткани in vitro. 3D-культуры «жир на чипе» были проверены относительно 2D-культур на основе пролиферации, проточной цитометрии, адипогенной дифференциации, конфокальной микроскопии / иммунофлуоресценции и функциональных анализов (секреция адипокина, поглощение глюкозы и липолиз). Таким образом, система культивирования in vitro демонстрирует критические характеристики, необходимые для гуманизированной трехмерной модели белой жировой ткани (WAT).

1. Введение

Ожирение определяется как индекс массы тела (ИМТ), рассчитываемый как (, 30 или выше [1]. Это состояние может быть следствием как гиперплазии, так и гипертрофии зрелых адипоцитов и их стромальных предшественников / стволовые клетки в депо жировой ткани [1]. По данным Центров по контролю за заболеваниями, за последние три десятилетия в США наблюдался значительный рост заболеваемости и частоты ожирения, где в некоторых штатах существуют уровни> 35% (http : // www.cdc.gov/obesity/data). Хотя немногие другие страны приблизились к такому уровню ожирения, во многих наблюдается тревожный рост из-за изменений в диете, физических упражнениях и образе жизни. Поскольку ожирение сопровождается сопутствующими заболеваниями, включая сердечно-сосудистые заболевания, сахарный диабет 2 типа, метаболический синдром и неалкогольную жировую болезнь печени, международное научное сообщество сосредоточило свое внимание на механизмах, способствующих профилактике и лечению ожирения [1]. В моделях in vitro используются линии клеток преадипоцитов, такие как 3T3-L1, или первичные стромальные / стволовые клетки, полученные из жировой ткани (ASC), полученные из жировой ткани грызунов или человека [2–4].В течение периода от одной до двух недель эти культуры претерпевают устойчивый адипогенез в ответ на индукционные коктейли, содержащие глюкокортикоиды и лиганды рецепторов, активируемых пролифератором пероксисом γ (PPAR γ ), ингибитор фосфодиэстеразы для повышения уровней циклического АМФ и инсулин. . Тем не менее, недавний всесторонний научный обзор пришел к выводу, что существует острая необходимость в улучшении моделей преадипоцитов, чтобы улучшить открытия, касающиеся биологии и дисфункции адипоцитов в исследованиях ожирения [5].

В то время как в большинстве исследований in vitro использовался двухмерный (2D) формат, этот структурный подход не имитирует естественное трехмерное (3D) микросреду. Зрелые адипоциты in vivo окружены со всех сторон биомеханически поддерживающим внеклеточным матриксом (ЕСМ) и демонстрируют классическую морфологию «перстневого кольца», характеризующуюся единственной монокулярной липидной вакуолью, занимающей все цитоплазматическое пространство с эксцентричным ядром. Напротив, адипоциты в 2D-культурах in vitro обнаруживают мультилокулярные липидные вакуоли, разбросанные по цитоплазме вокруг центрально расположенного ядра.Морфологические различия коррелируют с функциональными различиями. Например, когда человеческие ASC поддерживаются в 3D сфероидах in vitro , их секреция адипокинов на порядок больше, чем эквивалентное количество ASC в 2D культурах [6].

Повышенное внимание к технологиям «орган на чипе» способствовало развитию подходов к трехмерному культивированию жировой ткани и клеток [7–10]. Эти подходы объединяют линии клеток мыши (3T3-L1) или первичные мышиные или человеческие ASC с каркасами биоматериалов, полученными из гиалуроновой кислоты или шелка, для создания микрофизиологических систем in vitro или in vivo , которые имитируют белую или бежевую / коричневую жировую ткань [ 7–10].В недавнем отчете Lau et al. описали метод поддержания жировой ткани человека как культуры «SWAT» или «зажатую белую жировую ткань» [11]. Интактные фрагменты жировой ткани сохранялись до 8 недель in vitro как органоидные культуры между листами первично культивированных человеческих ASC [11]. Этот метод имеет значение для патофизиологического и фармакологического исследования первичной жировой ткани человека. Тем не менее, для этого требуется прямое сотрудничество с ориентированным на исследования пластическим хирургом или хирургом общего профиля и утвержденный протокол институционального совета.Для лабораторий, расположенных в университетских городках без медицинской школы или исследовательской больницы, эти ограничения могут сделать подход SWAT непрактичным. Таким образом, текущее исследование было предпринято, чтобы предоставить альтернативную трехмерную модель жировой ткани человека для этого сегмента исследовательского сообщества.

В этой рукописи описывается метод использования криоконсервированных клеток первичной стромальной сосудистой фракции человека (SVF) и биологического каркаса, полученного из продуктов крови человека, для создания не содержащего ксенопротеинов трехмерного жирового депо in vitro , подходящего для исследования биологии жировой ткани человека.Конструкция создается с использованием криоконсервированных клеток SVF человека, которые содержат гетерогенные субпопуляции жизнеспособных клеток, которые являются репрезентативными для демографических характеристик отдельных доноров. Полученные жировые конструкции самособираются в сфероиды в течение 1 недели после культивирования без необходимости в трудоемких или дорогостоящих протоколах и были валидированы по сравнению с 2D-культурами на основе проточной цитометрии, конфокальной и криогенной электронной микроскопии / иммунофлуоресценции, поведения in vivo и функциональных анализов. (секреция адипокина, захват глюкозы и липолиз).

2. Материалы и методы

2.1. Общий

Если не указано иное, все материалы были получены от Thermo Fisher Scientific и ее дочерних компаний или от LaCell LLC. Образцы липоаспирата человека были пожертвованы здоровыми людьми, подвергавшимися плановой липосакции с письменного информированного согласия в соответствии с протоколом, рассмотренным и одобренным Советом по обзору западных институтов (WIRB, Puyallup WA) (номер отслеживания IRB 20130449).

2.2. Выделение клеток стромально-сосудистой фракции (SVF)

Клетки SVF человека выделяли из липоаспиратных образцов подкожной жировой ткани путем ферментативного расщепления с использованием коллагеназы типа 1 (Worthington Biochemical, Lakewood, NJ) в соответствии с опубликованными протоколами [12, 13].Полученную жизнеспособность и количественную оценку клеток SVF определяли с помощью анализа живого / мертвого раствора (LaCell, каталог № LaLD-2) и исследования гемоцитометра с помощью флуоресцентной микроскопии.

2.3. Анализ пролиферации клеток

Сразу после оттаивания метаболически активные клетки SVF количественно определяли с использованием протокола окрашивания жизнеспособности живого / мертвого раствора на основе бромида этидия / акридинового апельсина (LaCell Catalog # LaLD-2). Затем клетки высевали в трех экземплярах при концентрации 64000 клеток / лунку в 96-луночном культуральном планшете с 1 мл культуральной среды с добавлением соответствующего количества ObaGel ™ (LaCell Catalog # LaObG-10) (0% для культур и шелка. подмости, 7.5% для геля). Клетки культивировали 3, 5 и 7 дней. После культивирования клетки инкубировали с 20 мкл л рабочего реагента Cell Titer Blue, который добавляли в лунки в течение четырех часов. Для количественной оценки флуоресценции использовали длину волны возбуждения 560 нм и длину волны излучения 590 нм. Контрольные каркасы и лунки анализировали аналогично для корректировки на фоновую флуоресценцию.

2.4. Колониеобразующая единица фибробласта (CFU-F)

Сразу после оттаивания метаболически активные клетки определяли количественно с использованием протокола окрашивания жизнеспособности бромистого этидия / акридинового оранжевого живого / мертвого раствора (LaCell Catalog # LaLD-2).Затем клетки высевали в чашки для культивирования 100 мм при концентрации 50 или 100 клеток / планшет в LaCell Stromal Medium (LaCell Catalog # LaSM-500) и кормили каждые 3 дня. Через 12-14 дней культуры фиксировали в формалине и окрашивали с использованием протокола для окрашивания толуидиновым синим (LaCell Catalog # LaTB-50).

2,5. Адипогенная дифференцировка

Для двумерных культур сразу после оттаивания клетки высевали в 24-луночные планшеты при концентрации клеток / см ² в течение 24 часов, чтобы обеспечить прикрепление клеток.После инкубации в течение ночи среду удаляли, заменяли свежей средой AdipoQual ™ (LaCell Catalog # LaADM-500) и подпитывали той же средой каждые 3 дня в течение до двух недель.

2.6. ObaGel 3D Статические адипогенные культуры

Для трехмерных культур, использующих ObaGel, была предоставлена ​​сводная цифра, представляющая общий процесс развития статических культур «жир на чипе» (см. ObaGel Рисунок 1). ObaGel — это термореактивный гель, который самособирается в сложный самособирающийся тканевый матрикс со структурой, которая управляется клеточно-опосредованным ремоделированием внеклеточного матрикса.Вкратце, ObaGel размораживали в течение ночи на льду (4 ° C) и разбавляли средой StromaQual (LaCell Catalog # LaSM-500) до желаемых концентраций (от 0% до 25% ()). Клетки SVF выделяли из переваренной подкожной жировой ткани в соответствии с опубликованными протоколами и как описано выше в разделе «Выделение стромальной сосудистой фракции (SVF)». Клетки смешивали со смесью ObaGel / среда в желаемых концентрациях и немедленно высевали в 24-луночные мультидишки в объемах 1 мл или как указано для каждого исследования. Суспензию клеток пипеткой вносили непосредственно в лунки в соответствии с желаемым объемом на лунку.Полимеризация матрицы происходила сразу после переноса в инкубаторы для культур клеток при 37 ° C. Смеси клетки / ObaGel, называемые ObaCell ™, культивировали в течение двух недель, чтобы позволить клеточно-опосредованное ремоделирование матрикса, устойчивый рост и праймирование функциональности жировой ткани. Затем конструкции индуцировали вдоль адипогенного клона с воздействием среды AdipoQual (LaCell Catalog # LaADM-500) с добавлением ObaGel в тех же указанных концентрациях для каждого исследования (см. Cell Proliferation Assay, Functional Analytical Assays (Поглощение глюкозы, липолиз и адипокин). Секреция), конфокальной и электронной микроскопии).

2.7. Окрашивание Oil Red O

Внутрицитоплазматическое отложение липидов оценивали с использованием протокола для окрашивания Oil Red O (LaCell Catalog # LaORO-50): клетки, культивированные в течение 3 дней в 24-луночных планшетах, сначала трижды промывали PBS, а затем фиксировали в течение 15 минут. с 10% раствором формалина. Затем монослои трижды промывали PBS для удаления раствора формалина. Затем фиксированные монослои инкубировали в течение 45 минут при комнатной температуре с окрашивающим раствором ORO.Через 45 минут избыток окрашивающего раствора аспирировали и монослои промывали четыре раза PBS для удаления любого оставшегося окрашивающего раствора. Монослои, окрашенные ORO, визуализировали с помощью фазово-контрастной микроскопии (Motic AE2000, Ричмонд, Британская Колумбия, Канада).

2,8. Окрашивание BODIPY

Для культур ObaCell накопленный липид также визуализировали с использованием липофильного флуоресцентного окрашивания BODIPY. Культуры ObaCell фиксировали в 10% забуференном нейтральном формалине в течение ночи при 4 ° C и промывали дистиллированной водой.Рабочий раствор BODIPY добавляли к культурам и инкубировали еще 24 часа. Культуры промывали дистиллированной водой и окрашивали ядерным красителем Hoechst в соответствии с протоколом производителя. Изображения были получены с помощью конфокальной лазерной микроскопии.

2.9. Функциональные аналитические анализы (захват глюкозы, липолиз и секреция адипокина)

Культуры ObaCell были созданы в соответствии с методами в клеточной культуре в 2- и 3-мерных конфигурациях. 100 мкл л кондиционированной среды из культур ObaCell собирали на 7, 14, 21 и 28 дни (количество повторов для каждого образца) и переносили в 96-луночные чашки для анализов.Для измерения поглощения глюкозы, липолиза, адипонектина или секреции лептина соблюдались протоколы, указанные производителями.

2.10. Проточная цитометрия: культуры 2D SVF

Суспензии отдельных клеток готовили в соответствии со стандартным протоколом для 2D культур и статических культур ObaGel 3D. Для 2D-культур 10 ⁶ клеток SVF помещали в колбы Т-75 и культивировали в контрольной среде или среде для дифференцировки. Затем SVF ресуспендировали с использованием стандартного протокола трипсин-ЭДТА, промывали предварительно охлажденным фосфатно-солевым буфером (PBS) с добавлением 1% бычьего сывороточного альбумина (BSA), распределяли в отдельные пробирки Эппендорфа и инкубировали с антителом в темноте в течение 30 минут. .После периодов инкубации клетки трижды промывали PBS и фиксировали 10% формалином. Образцы анализировали с использованием цитометра FACSCalibur (Becton Dickinson Immunocytometry Systems). Были проанализированы следующие маркеры: CD29 + / CD105 + / CD45- / CD34 + / CD73 + / CD90 +.

2.11. Проточная цитометрия: культуры ObaGel

Культуры ObaGel были созданы с использованием методов, описанных выше в разделе «Статические адипогенные культуры ObaGel 3D». Клетки культивировали и собирали в моменты времени, указанные для исследования, путем добавления переваривающего агента Obazyme (Obatala Sciences Catalog # ObaZYM-15) непосредственно в лунки в соотношении 1: 1 со статическими объемами культивирования ObaCell в течение 15 минут для однодневных культур. и до одного часа для двухнедельных укоренившихся культур.Полученные суспензии единичных клеток собирали, центрифугировали при 300 x g (1200 об / мин) в течение 5 минут и ресуспендировали в PBS с добавлением 1% BSA. Затем клетки распределяли в отдельные пробирки Эппендорфа и инкубировали с теми же антителами и протоколом, указанными выше в разделе «Проточная цитометрия: культуры 2D SVF».

2.12. Конфокальная и электронная микроскопия

Конфокальную микроскопию проводили на адипогенных дифференцированных конструкциях in vitro на основе ObaGel и шелка (см. Адипогенная дифференцировка) и эксплантатах после 6-недельной имплантации in vivo и окрашивания липофильным красителем BODIPY.Конфокальное исследование проводилось с использованием микроскопической системы Nikon A1 LASER Ti-E. Ткань визуализировали в 35-миллиметровых чашках Nunc со стеклянным дном при 10-кратном и 20-кратном безмасляном объективе с использованием лазеров FITC и DAPI. Криосканирующая электронная микроскопия была проведена на конструкциях ObaGel и шелковых каркасах, которые были засеяны человеческими клетками SVF после 2-недельной адипогенной дифференцировки. Исследование структуры крио-SEM было выполнено с использованием криосистемы Gatan 2500 alto и Hitachi S-4800 SEM. Ткань разрезали на (мм) и уложили на высоте около 5 мм над поверхностью держателя образца для криогенного SEM, зажали и приклеили к держателю, а затем заморозили в густом жидком азоте примерно при -210 ° C в течение примерно 30 секунд.Замороженную ткань переносили в вакууме в форкамеру, прикрепленную к SEM, а затем ломали и возгоняли в течение 5 минут при -95 ° C. После нанесения покрытия Pt / Pd в течение 88 секунд при -130 ° C образец перемещали в SEM и наблюдали при 3 кВ при -130 ° C.

2.13. Анализ изображений Cell Profiler

Анализ изображений выполняли с помощью CellProfiler v2.2.0. Необработанные изображения из всех наборов изображений были импортированы в CellProfiler, а затем разделены на дискретные каналы DAPI и FITC. Для каждого канала общая интенсивность изображения измерялась с помощью модуля MeasureImageIntensity.Затем отдельные наборы изображений обрабатывались через серию модулей, чтобы идентифицировать объекты в них.

Для набора двухмерных и трехмерных изображений культуры канал DAPI был запущен через модуль IdentifyPrimaryObjects с использованием стратегии глобального порога и трехклассового метода определения порогового значения Otsu с пикселями средней интенсивности, назначенными фону. Интенсивность использовалась для различения отдельных объектов после пороговой обработки. Канал FITC из того же набора был запущен через модуль IdentifyPrimaryObjects с теми же настройками, за исключением того, что для различения объектов после пороговой обработки использовался метод Лапласа или Гаусса, а полученные формы использовались для рисования разделительных линий.

Для набора белых трехмерных изображений культуры каналы DAPI и FITC были вычтены друг из друга с помощью модуля ImageMath для улучшения контраста. И DAPI минус FITC, и неизмененные каналы DAPI из этого набора затем были пропущены через модуль IdentifyPrimaryObjects с использованием стратегии адаптивного порогового значения и трехклассового метода определения порогового значения Otsu с пикселями средней интенсивности, назначенными фону. Набор изображений FITC минус DAPI и неизмененные каналы FITC из белого набора были пропущены через модуль IdentifyPrimaryObjects с использованием стратегии глобального порога и трехклассового метода определения порогового значения Otsu с пикселями средней интенсивности, назначенными фону.Неизмененные каналы DAPI и FITC затем усреднялись с помощью модуля ImageMath. Полученные изображения затем пропускались через модуль IdentifyPrimaryObjects с использованием стратегии адаптивного порога и трехклассового метода определения порогового значения Otsu с пикселями средней интенсивности, назначенными на передний план. Все три набора модулей, используемых для набора белого изображения, использовали интенсивность для различения отдельных объектов после пороговой обработки.

Для набора изображений жирового образования на основе шелка и ObaGel канал DAPI был запущен через модуль IdentifyPrimaryObjects с использованием стратегии адаптивного надежного фонового определения порога.Для этого набора интенсивность использовалась для идентификации объектов после определения порога, а их форма использовалась для рисования разделительных линий. Канал FITC из этого набора запускался с использованием стратегии глобального порога и трехклассного метода определения порогового значения Otsu с пикселями средней интенсивности, назначенными фону. Для этого набора интенсивность использовалась, чтобы различать отдельные объекты после пороговой обработки.

Площадь изображения, занятая идентифицированными объектами во всех наборах изображений, была измерена с помощью модулей MeasureImageAreaOccupied.Затем объекты, соприкасающиеся с границей изображения из всех изображений, были отброшены, а оставшиеся объекты были количественно определены с помощью модулей MeasureObjectIntensity и MeasureObjectSizeShape. Изображения сохранялись после разделения каналов и каждого модуля идентификации объекта. Результаты всех модулей были экспортированы в Excel.

2.14. Имплантаты трехмерных конструкций in vivo

Имплантаты были выполнены с использованием шелковых каркасов ObaGel или гексафторизопропанола (HFIP) (Исследовательский центр тканевой инженерии Университета Тафтса, Медфорд, Массачусетс), засеянных с клетками SVF или без них в C57BL / 6 в возрасте 6-8 недель. самки мышей (Charles River Laboratories, Уилмингтон, Массачусетс) в соответствии с Комитетом по уходу и использованию животных Университета Тулейна рассмотрели и одобрили протокол (№ 4302R; 16 марта 2016 г.), как описано ранее [14].Исследования проводились в виварии Тулейнского университета, где ежедневно оказывалась ветеринарная помощь Департаментом сравнительной медицины.

2.15. Статистический анализ

Значения представлены как (SD), если не указано иное. Статистическая значимость определялась на основе критерия Стьюдента и одно- или двухстороннего дисперсионного анализа с выполнением тестов множественных сравнений. Для множественных сравнений с использованием статистической проверки гипотез использовались пост-тесты Сидака с сообщением скорректированных по множественности значений для значений <0.05. Расчеты выполнены с использованием программного обеспечения Prism GraphPad (La Jolla California, США).

3. Результаты

3.1. Иммунофенотип клеток SVF человека

Свежевыделенные и криоконсервированные клетки SVF человека (доноры), использованные в исследовании, были охарактеризованы на основе адипогенной и остеогенной дифференцировки, образования колониеобразующих единиц фибробластов (КОЕ-F), пролиферации и иммунофенотипа при пассаже. 0 (P0) культуры (рисунок 2). Наши лаборатории активно работали с клетками SVF и разработали стандартные рабочие процедуры для характеристики субпопуляций, существующих в этой гетерогенной фракции (Frazier et al.2018). Доноры имели средний возраст (± SD) лет и средний индекс массы тела (± SD) кг / м ² . Донорские иммунофенотипы включали гематопоэтические / стромальные (CD90:), межклеточные и поверхностные адгезии (CD29:; CD44:%), общий антиген лейкоцитов (CLA; CD45:%) и стволовый / предшественник (CD34:%; CD73 : и CD105:%) сразу после оттаивания.

3.2. Полимеризация ObaGel как термореактивного геля — процесс, управляемый клетками

Были проведены исследования, изучающие корреляцию плотности посева клеток и концентрации ObaGel со стабильностью геля (рис. 3 (а)).Культуры ObaGel высевали в повышенных концентрациях, в диапазоне от 500 до 20 тыс. Клеток на см. ² 24-луночных многолуночных лунок. Стабильность геля измеряли, наблюдая количество лунок с гелями, поддерживаемых при постоянном объеме после посева, деленное на общее количество засеянных лунок, и выражали в процентах (%) от общего гелеобразования. 100% гелеобразование поддерживалось в среде с добавлением 7,5% ObaGel () в отсутствие каких-либо дополнительных факторов роста (Фигуры 3 (a) и 3 (d)).

3.3. Иммунофенотип клеток SVF человека, культивируемых ObaGel

Иммунофенотипирование на основе потока клеток SVF, культивируемых в 7,5% ObaGel, определило, что клетки оставались жизнеспособными и продолжали демонстрировать гетерогенность (рис. 3 (c)). По сравнению с иммунофенотипом свежеоттаявших клеток, экспрессия антигенов, связанных с миелоидом (CD19), стволовыми / предшественниками (CD34), преадипоцитами (CD36), гематопоэтическими (CLA; CD45), перицитарными (CD146) и лимфоидными (CD3) идентичностями. существенно не различались после криоконсервации, оттаивания и культивирования в ObaGel в течение одной недели после посева.Напротив, клетки SVF значительно повышали экспрессию CD31, маркера эндотелиальных предшественников (свежеоттаявший SVF:% по сравнению с культурой ObaGel на 7 день:%), и значительно снижали экспрессию CD73, маркера дифференцировки лимфоцитов (свежеоттаявший SVF :% по сравнению с 7-м днем ​​культуры ObaGel :).

3.4. 3D-культура в ObaGel стимулирует устойчивую пролиферацию и самосборку SVF-клеток человека в сфероиды.

Клеточная пролиферация была значительно выше в ObaGel по сравнению с традиционной 2D-культурой в среде, дополненной фетальной телячьей сывороткой (рис. 4 (а)).Дальнейшее исследование влияния ObaGel на поведение SVF-клеток выявило зависящее от концентрации развитие сфероидов при воздействии более низких концентраций ObaGel уже через 5-7 дней культивирования (рис. 4 (c)). Размер и объем сфероида увеличивались в зависимости от концентрации ObaGel между 0,25% и 0,75%. Популяции прикрепленных клеток уменьшались с увеличением концентрации ObaGel, что отражает косвенную связь, существующую между прикреплением клеток и концентрацией ObaGel (данные не показаны).Адипогенная дифференцировка культур ObaGel выявила способность индуцировать устойчивое внутрицитоплазматическое накопление липидов в популяциях стромальных / стволовых жировых клеток в сфероидах при низких концентрациях ObaGel в культурах (рис. 4 (d)).

3.5. По сравнению с 2D-культурами и шелковыми каркасами, ObaGel поддерживает устойчивое накопление липидов, более сложное формирование сети и поддержание профиля антигена на клеточной поверхности, аналогичного свежеизолированным клеткам SVF

Предыдущие 3D-исследования жировой ткани, проведенные нашей лабораторией и нашими сотрудниками, использовали гексафторизопропил. — (HFIP-) обработанные шелковые пористые каркасы для поддержки роста и адипогенной дифференцировки клеток SVF для модели in vitro жировой ткани [14–16].Настоящее исследование расширило эти наблюдения, сравнив поведение клеток SVF человека при культивировании в 2-мерных условиях и в 3-х мерном при посеве либо на шелковые каркасы, либо при культивировании в ObaGel в течение 2 недель. Были исследованы иммунофенотип клеток SVF, адипогенная способность и функциональность адипокинов (рис. 5). Через две недели после посева недифференцированные клетки SVF продемонстрировали устойчивые различия в пролиферации, аналогичные наблюдениям на рисунке 3. Клеточно-опосредованное ремоделирование матрикса поддерживалось в культурах ObaGel, где сложные сети формировались уже через 8-10 дней (рисунок 5 (a). , Конфокальное изображение ObaGel).Сформированные сети увеличили свою сложность и размер к 14 дням культивирования (рис. 5 (а)). Было также отмечено, что это явление зависит от концентрации ObaGel, первоначально проявляясь при таких низких концентрациях, как 1,5% (; данные не показаны). Аналогичным образом, накопление внутрицитоплазматических липидов было значительно выше в культурах ObaGel по сравнению с 2D-культурами (рис. 5 (а)). Липидные капли наблюдались в верхней части культур ObaGel и продолжали накапливаться в количестве, начиная с 5 дня.

Подобно предыдущим исследованиям характеристик (рис. 3), ObaGel не оказал значительного влияния на гетерогенность SVF.По сравнению с иммунофенотипом свежеоттаявших клеток, экспрессия антигенов, связанных со всеми проанализированными иммуноаналитическими линиями, была значительно снижена в шелке после 2 недель культивирования (фигура 5 (b)). Для сравнения, ObaGel имеет более высокую степень гетерогенности SVF со значительным увеличением экспрессии стромального маркера CD44 и снижением экспрессии перицитарных (CD146), лимфоидных (CD3) и лимфоидных маркеров дифференцировки (CD73) (Рисунок 5 (Рис. б)). Подобно предыдущим сообщениям, секреция адипокина поддерживалась во время раннего адипогенеза в шелке.Тем не менее, культуры ObaGel секретировали более высокие уровни лептина, чем культуры шелка 3D как в начале (день 3: шелк, пг / мл; ObaGel, пг / мл), так и поздно (день 28: шелк, пг / мл; ObaGel, пг / мл). моменты времени.

3.6. Культуры ObaGel демонстрируют жировую функциональность по отношению к физиологически значимым жировым эксплантатам и уровням сыворотки in vivo

Секрецию адипонектина (AdN) и лептина (Lep) измеряли на 2D-клеточных культурах по сравнению с культурами ObaGel после 21 дня культивирования. Культуры ObaGel постоянно секретировали более высокие уровни адипокина по сравнению с 2D-культурами, как в случае AdN (2D:; ObaGel:; Рисунок 6 (a)), так и Lep (2D:; ObaGel:; Рисунок 6 (a)).В литературе сообщается, что концентрация AdN в сыворотке крови человека составляет в среднем 41,47 нг / мл (41 470 пг / мл) с диапазоном от 6,01 нг / мл до 145,40 нг / мл (от 6010 до 145 400 пг / мл) [ 17]. В литературе сообщается, что концентрация Lep в сыворотке крови человека составляет в среднем 221,85 пг / мл с диапазоном 45,68–894,5 пг / мл [17]. Функциональность культуры ObaGel была дополнительно исследована путем измерения секреции глицерина в кондиционированной среде после 14 дней культивирования. Уровни свободного глицерина были значительно выше в культурах ObaGel по сравнению с 2D культурами (2D:; ObaGel:; Рисунок 5 (b)).Для сравнения, обнаруженные уровни глицерина из иссеченного мышиного жира составляли в среднем 276 мк M.

3,7. Культуры ObaGel демонстрируют повышенную чувствительность к AMPK-нацеливающим соединениям, предписанным для регулирования чувствительности к инсулину

В отсутствие каких-либо соединений 3D-культуры ObaGel продемонстрировали более высокую функциональность, измеренную по активности поглощения 2-дезокси-D-глюкозы (2D:; ObaGel:; Рисунок 6 (в)). Дальнейшие исследования оценивали культуры ObaGel, обработанные AMPK-активирующими соединениями изопротеренолом и метформином, а также ингибитором AMPK, соединением C (дорсоморфином).Воздействие соединений выявило повышенную чувствительность в культурах ObaGel по сравнению с 2D (рис. 6 (c)) при дозах, которые, как сообщается, коррелируют с фармакологически релевантными уровнями, найденными в литературе. Соединение C значительно ослабило обнаружение 2-DG6P на 9% по сравнению с исходным уровнем и на 36% по сравнению с опосредованным метформином захватом глюкозы (фигура 6 (c)). Аналогичным образом, культуры ObaGel продемонстрировали значительно более высокую секрецию глицерина как на исходном уровне (2D: по сравнению с ObaGel:; Рисунок 6 (d)), так и при стимуляции изопротеренолом (2D: по сравнению с ObaGel).ObaGel,; Рисунок 6 (г)).

3.8. ObaGel демонстрирует сильный сосудистый потенциал in vivo

Мы исследовали способность человеческих клеток SVF образовывать функциональный жир у мышей nude при посеве в ObaGel по сравнению с каркасами из шелковой губки (рис. 7). Отрицательные контроли включали инъекции только ObaGel или пустые шелковые каркасы. Каркасы оставались у мышей в течение 6 недель, как и в ранее опубликованных исследованиях шелково-жировой конструкции [14]. Окрашивание гематоксилином и эозином показало плотное удержание пролиферирующих клеток внутри шелковых каркасов.Напротив, имплантаты ObaGel содержали более крупные структуры, которые были четко функционально интегрированы в более крупные и зрелые адипоциты (рис. 7).

3.9. Анализ in vivo имплантатов конструкций ObaGel клеток SVF человека у мышей с иммунодефицитом

Липофильное окрашивание BODIPY проводили в эксплантатах, удаленных от мышей nude после 6-недельной имплантации. Изображения получали с помощью конфокальной лазерной микроскопии и количественно оценивали с помощью программного обеспечения CellProfiler v2.2.0. Контрольные имплантаты представляли собой имплантаты ObaGel, введенные в отсутствие клеток.Количественные результаты демонстрируют присутствие значительно более крупных адипоцитов, которые содержали более крупные ядерные области в эксплантатах ObaGel / SVF по сравнению с контрольными эксплантами ObaGel (рис. 8).

4. Обсуждение

Международные регулирующие органы начали выступать за более широкое включение трехмерных моделей на основе клеток человека в качестве центрального скринингового анализа в процессе открытия фармацевтических препаратов [18]. Ожидается, что такие 3D-модели уменьшат зависимость от моделей in vivo на животных , одновременно увеличивая эффективность идентификации эффективных терапевтических целевых соединений [19].В результате исследователи начали комбинировать природные или синтетические каркасы с первичными тканевыми клетками человека для создания новых трехмерных органоидов. Настоящая рукопись демонстрирует полезность и функциональность трехмерной конструкции, содержащей как первичные клетки, полученные из жировой ткани человека, так и естественный каркас, в качестве модели in vitro для депо жировой ткани (рис. 2). Основываясь на морфологических критериях, каркас ObaGel превосходит шелковый каркас в поддержке адипогенной дифференцировки клеток SVF человека.ObaGel в присутствии клеток SVF стимулировал образование сосудистых структур внутри 3D-конструкций и загустевал в зависимости от времени и концентрации. В течение однонедельного периода полученные из жировой ткани клетки SVF в конструкциях ObaGel продолжали экспрессировать поверхностные антигены, связанные с фенотипами стволовых клеток (CD34), эндотелиальных клеток (CD31) и ASC (CD73). По сравнению с 2D-культурами, SVF-клетки в 3D-конструкциях ObaGel демонстрируют повышенный адипогенез, основанный как на количестве, так и на размере липидных вакуолей, что согласуется с дифференцировкой зрелых адипоцитов «перстневого кольца».Аналогичным образом конструкции 3D ObaGel превосходили 2D-культуры в отношении поглощения глюкозы и секреции адипокина (лептина), а также липолитической реакции на такие агенты, как изопротеренол, метформин и соединение C. В присутствии селективных индукционных коктейлей клетки SVF в конструкциях 3D ObaGel экспрессируются биомаркеры, соответствующие депо белой жировой ткани (WAT). В совокупности эти данные подтверждают эффективность и полезность реагентов и методов воспроизводимого конструирования трехмерных каркасов, отображающих особенности жировых депо человека, подходящих для фармацевтических и метаболических исследований in vitro .

В предыдущих исследованиях сообщалось о протоколах культивирования трехмерных человеческих жировых депо in vitro . Среди наиболее устоявшихся моделей было поддержание неповрежденных фрагментов жировой ткани с помощью различных методов культивирования, как описано Фридом, Лау, Миядзаки и другими [11, 20–22]. В этих методах жировая ткань измельчается на кубики 1-2 мм в любом измерении и инкубируется в виде суспензий, вытесненных под поверхность культуральной среды с помощью сита, в качестве «потолочных культур» эксплантатов в колбах, полностью заполненных средой, в присутствии непрерывного перемешивания или зажатый между слоями культуры расширенной ASC.Эти модели полагаются на свободный доступ исследователя к свежевыделенным образцам жировой ткани от доноров с соответствующими демографическими характеристиками (ИМТ, ​​возраст, пол, этническая принадлежность и статус болезни). Хотя ряд исследований продемонстрировал возможность криоконсервации интактных фрагментов жировой ткани в течение продолжительных периодов времени, только ~ 50% популяции клеток SVF в этих тканях остаются жизнеспособными [23]. Это контрастирует с криоконсервацией изолированных клеток SVF и ASC, которые сохраняют уровень жизнеспособности после оттаивания 80% или выше, в зависимости от процесса выделения и агента криоконсервации [23–27].Примечательно, что в текущем исследовании иммунофенотип клеток SVF отличался для свежеприготовленных и криоконсервированных / размороженных клеток. Несмотря на очевидную полезность криоконсервированных клеток и тканей SVF, каждая из них может сталкиваться с некоторыми ограничениями.

Аналогичным образом, несколько независимых исследователей использовали сфероиды в качестве 3D-модели культуры in vitro [6, 28–31]. Хотя сфероиды могут быть получены с использованием методов висящих капель и поверхностей культур ткани с низкой адгезией, они также могут быть получены с использованием полимерных микрочастиц [6, 28, 30, 31].Эти исследования также продемонстрировали, что 3D-сфероиды секретируют значительно большее количество адипокинов [28] и белков, связанных с заживлением ран [6], по сравнению с 2D-культурами, содержащими сравнимое общее количество клеток. Кроме того, полученные из жировой ткани клетки в трехмерных сфероидах демонстрируют превосходный коричневый адипогенез по сравнению с двумерными культуральными моделями [28]. Альтернативные методы 3D-культивирования, включая биопечать, также продемонстрировали превосходный коричневый адипогенез по сравнению с 2D-системами in vitro [ 32 — 34 ] .Несколько природных и синтетических биоматериалов были использованы здесь для поддержки трехмерных адипогенных конструкций in vitro . Все больше литературы посвящено оценке внеклеточного матрикса децеллюляризованной жировой ткани как основы биоматериала для продвижения трехмерных моделей как коричневого, так и белого адипогенеза [35–43]. Сходным образом, 3D шелковые каркасы в комбинации с клетками, происходящими из жировой ткани, как было продемонстрировано, поддерживают адипогенез [7, 14–16, 44–47].

Хотя текущее исследование подтверждает полезность клеток ObaGel и SVF в качестве модели in vitro депо жировой ткани человека, необходимы дальнейшие исследования.В дополнение к текущему исследованию реакции 3D-модели на метформин и изопротеренол, система нуждается в более тщательном тестировании с более широкой группой лекарств с установленными фармакокинетическими и фармакодинамическими профилями в жировой ткани. Хотя система была прочно установлена ​​с использованием клеток SVF, выделенных из подкожных жировых отложений, аналогичные анализы следует проводить с использованием клеток SVF, выделенных из жировых депо во внутренних органах, сальнике и вокруг жизненно важных органов. Точно так же необходимо провести исследования по оценке дифференцировки человеческих SVF-клеток в ObaGel по бежевому / коричневому пути дифференцировки адипоцитов.Более того, поскольку человеческие клетки ASC и SVF могут быть дифференцированы по хондрогенным, эндотелиальным и остеогенным линиям, еще предстоит определить, можно ли использовать клеточные каркасы ObaGel / SVF для моделирования костей, хрящей и / или сосудистых сетей или депо in vitro . Наконец, хотя текущая модель опирается на статическую систему культивирования, ее производительность в перфузионном биореакторе возможна и требует оценки. Эти проблемы обеспечивают потенциальную основу для разработки будущих экспериментов с использованием человеческой SVF-клетки и конструкций ObaGel в качестве готовой системы с увеличенным сроком хранения, которая превосходит более трудоемкие и более дорогие методы, которые в значительной степени полагаются на наложенные клеточные динамика и пластмассовые изделия со специализированными покрытиями поверхности.

5. Выводы

Настоящее исследование демонстрирует, что комбинация первичных клеток SVF и каркасов ObaGel может быть использована для создания конструкции 3D in vitro с функциональными свойствами, имитирующими гуманизированное жировое депо. Доступность трехмерной модели в отличие от двухмерной модели адипоцитов предлагает исследователям альтернативную модель, которая более точно соответствует микросреде белой жировой ткани in vivo . Необходимы дальнейшие исследования, чтобы охарактеризовать модель клеток SVF / ObaGel в отношении дифференцировки бежевой / коричневой жировой ткани.

Доступность данных

Данные, использованные для подтверждения результатов этого исследования, включены в статью.

Конфликты интересов

Следующие авторы заявляют о следующих конфликтах интересов: А. Аларкон, Т. Фрейзер, Дж. М. Гимбл и Х. Ву — все сотрудники LaCell LLC и Obatala Sciences Inc .; Т. Фрейзер, Дж. М. Гимбл и Х. Ву являются соучредителями и совладельцами Obatala Sciences; Дж. М. Гимбл и Х. Ву являются совладельцами и соучредителями LaCell. Все остальные авторы не должны заявлять о конфликтах.

Вклад авторов

Роберт Бендер и Мишель Маккарти внесли равный вклад в эту работу.

Выражение признательности

Авторы выражают благодарность следующим лицам: пациенты доктора Вейда за согласие пожертвовать свои ткани для этого проекта в соответствии с протоколом, одобренным институциональным наблюдательным советом; его офисный персонал за их время и усилия; Хью Алан Такер из основного центра проточной цитометрии, Дина Гаупп из основного центра гистологии; Джине Добек, директору департамента сравнительной медицины Тулейнского университета, за наблюдение за ветеринарным уходом за животными, участвовавшими в исследовании; и Lifeshare (Шривпорт и Батон-Руж, Лос-Анджелес) за предоставление квалифицированных продуктов крови с истекшим сроком годности.Изображения в этой публикации стали возможными частично благодаря поддержке оборудования, предоставленного Правлением Луизианы по гранту LEQSF (2013-15) -ENH-TR-18, размещенному в Центре скоординированных измерительных приборов, Тулейнский университет. Это исследование было поддержано ресурсами, предоставленными LaCell LLC и Obatala Sciences Inc.

Сезонные различия в плотности коричневой жировой ткани и вариабельность частоты пульса в термонейтральной среде | Журнал физиологической антропологии

1.

Cannon B, Nedergaard J.Коричневая жировая ткань: функция и физиологическое значение. Physiol Rev.2004; 84: 277–359.

CAS Статья PubMed Google Scholar

2.

Герра С., Коза Р.А., Ямасита Х., Уолш К., Козак Л.П. Появление коричневых адипоцитов в белом жире у мышей находится под генетическим контролем. Влияние на массу тела и ожирение. J Clin Invest. 1998. 102: 412–20.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

3.

Сайто М., Окамацу-Огура Ю., Мацусита М., Ватанабе К., Йонеширо Т., Нио-Кобаяси Дж., Иванага Т. и др. Высокая частота метаболически активной коричневой жировой ткани у здоровых взрослых людей: последствия воздействия холода и ожирения. Сахарный диабет. 2009. 58: 1526–31.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

4.

Сайпесс А.М., Леман С., Уильямс Дж., Тал И., Родман Д., Голдфайн А.Б. и др. Идентификация и важность коричневой жировой ткани у взрослых людей.N Engl J Med. 2009; 360: 1509–17.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

5.

van Marken Lichtenbelt WD, Vanhommerig JW, Smulders NM, Drossaerts JM, Kemerink GJ, Bouvy ND, et al. Холодная активированная коричневая жировая ткань у здоровых мужчин. N Engl J Med. 2009; 360: 1500–8.

CAS Статья PubMed Google Scholar

6.

Виртанен К.А., Лиделл М.Э., Орава Дж., Хеглинд М., Вестергрен Р., Ниеми Т.Функциональная коричневая жировая ткань у здоровых взрослых. N Engl J Med. 2009; 360: 1518–25.

CAS Статья PubMed Google Scholar

7.

Au-Yong IT, Thorn N, Ganatra R, Perkins AC, Symonds ME. Коричневая жировая ткань и сезонные колебания у людей. Сахарный диабет. 2009. 58: 2583–7.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

8.

Сайпесс А.М., Вайнер Л.С., Робертс-Толер С., Франке Элиа Э., Кесслер С.Х., Кан П.А. и др.Активация коричневой жировой ткани человека агонистом β3-адренорецепторов. Cell Metab. 2015; 21: 33–8.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

9.

Ниренги С., Хомма Т., Иноуэ Н., Сато Х., Йонеширо Т., Мацусита М. и др. Оценка плотности коричневой жировой ткани человека при ежедневном приеме термогенных капсиноидов с помощью спектроскопии с временным разрешением в ближней инфракрасной области. J Biomed Opt. 2016; 21: 91305.

Артикул Google Scholar

10.

Хачия С., Кавабата Ф., Охнуки К., Иноуэ Н., Йонеда Х., Ядзава С. и др. Влияние CH-19 Sweet, не острого сорта красного перца, на симпатическую нервную деятельность, температуру тела, частоту сердечных сокращений и артериальное давление у людей. Biosci Biotechnol Biochem. 2007. 71: 671–6.

CAS Статья PubMed Google Scholar

11.

Ниренги С., Йонеширо Т., Суги Х., Сайто М., Хамаока Т. Оценка коричневой жировой ткани человека с помощью простой неинвазивной ближней инфракрасной спектроскопии с временным разрешением.Ожирение (Серебряная весна). 2015; 23: 973–80.

CAS Статья Google Scholar

12.

Ниренги С., Амагаса С., Хомма Т., Йонеширо Т., Мацумиа С., Куросава Ю., Сакане Н. и др. Ежедневный прием напитка, богатого катехинами, увеличивает плотность коричневой жировой ткани и снижает уровень экстрамиоцеллюлярных липидов у здоровых молодых женщин. Springerplus. 2016; 5: 1363.

13.

Schäfer A, Vagedes J. Насколько точна вариабельность частоты пульса как оценка вариабельности сердечного ритма? Обзор исследований, сравнивающих фотоплетизмографическую технологию с электрокардиограммой.Int J Cardiol. 2013; 166: 15–29.

Артикул PubMed Google Scholar

14.

Коломбо Р., Раймонди Ф., Корона А, Марчи А, Борги Б., Пеллегрин С. и др. Импульсная фотоплетизмографическая амплитуда и вариабельность сердечного ритма во время лапароскопической холецистэктомии: проспективное обсервационное исследование. Eur J Anaesthesiol. 2017; 34: 526–33.

Артикул PubMed Google Scholar

15.

Xhyheri B, Manfrini O, Mazzolini M, Pizzi C, Bugiardini R. Вариабельность сердечного ритма сегодня. Prog Cardiovasc Dis. 2012; 55: 321–31.

Артикул PubMed Google Scholar

16.

Мацумото Т., Мияваки С., Уэ Х., Канда Т., Йошитаке И., Моритани Т. Сравнение термогенной симпатической реакции на прием пищи между тучными и не страдающими ожирением молодыми женщинами. Obes Res. 2001; 9: 78–85.

CAS Статья PubMed Google Scholar

17.

Тейлор Дж. А., Карр Д. Л., Майерс С. В., Экберг Д. Л.. Механизмы, лежащие в основе очень низкочастотных колебаний RR-интервала у человека. Тираж. 1998. 98: 547–55.

CAS Статья PubMed Google Scholar

18.

Cui J, Muller MD, Blaha C, Kunselman AR, Sinoway LI. Сезонные колебания активности симпатических нервов в мышцах. Physiol Rep.2015; 3: e12492.

Артикул PubMed PubMed Central Google Scholar

19.

Аксельрод С., Гордон Д., Убель Ф.А., Шеннон, округ Колумбия, Бергер А.С., Коэн Р.Дж. Анализ спектра мощности колебаний частоты сердечных сокращений: количественный анализ сердечно-сосудистого контроля между сокращениями. Наука. 1981; 213: 220–2.

CAS Статья PubMed Google Scholar

20.

Экберг Д.Л., Куусела ТА. Чувствительность блуждающего барорефлекса человека колеблется в широких пределах и ритмично на очень низких частотах. J Physiol. 2005; 567: 1011–9.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

21.

Мацумото Т., Мияваки Т., Уэ Х., Канда Т., Зенджи К., Моритани Т. Вегетативная реакция на острое воздействие холода у тучных и не страдающих ожирением молодых женщин. Int J Obes Relat Metab Disord. 1999; 23: 793–800.

CAS Статья PubMed Google Scholar

22.

Мацумото Т., Мияваки С., Уэ Х, Юаса Т., Мияцудзи А., Моритани Т. Влияние желтого соуса карри, содержащего капсаицин, на активность симпатической нервной системы и индуцированный диетой термогенез у худых и полных молодых женщин.J Nutr Sci Vitaminol (Токио). 2000; 46: 309–15.

CAS Статья Google Scholar

23.

Хамаока Т., МакКалли К.К., Куаресима В., Ямамото К., Ченс Б. Спектроскопия / визуализация в ближнем инфракрасном диапазоне для мониторинга оксигенации мышц и окислительного метаболизма у здоровых и больных людей. J Biomed Opt. 2007; 12: 062105.

Артикул PubMed Google Scholar

24.

Экуни Д., Такеучи Н., Фурута М., Томофудзи Т., Морита М.Связь между неправильным прикусом и показателями вариабельности сердечного ритма у молодых людей: пилотное исследование. Методы Inf Med. 2011; 50: 358–63.

CAS Статья PubMed Google Scholar

25.

Охара К., Иноуэ Ю., Суми Ю., Морикава М., Мацуда С., Окамото К., Танака Х. Окислительный стресс и вариабельность сердечного ритма у пациентов с головокружением. Acute Med Surg. 2015; 2: 163–8.

Артикул PubMed Google Scholar

26.

Ahn JM. Анализ вариабельности сердечного ритма (ВСР) с использованием одновременной электрокардиограммы захвата и фотоплетизмограммы кончиков пальцев. Adv Inf Sci Serv Sci. 2013; 5: 164–70.

Google Scholar

27.

Сугавара Н., Ясуи-Фурукори Н., Сато Й., Сайто М., Фурукори Х., Накагами Т. и др. Образцы питания связаны с ожирением у японских пациентов с шизофренией. BMC Psychiatry. 2014; 14: 184.

Артикул PubMed PubMed Central Google Scholar

28.

Канда К. Исследование свободно доступного простого в использовании программного обеспечения «EZR» для медицинской статистики. Пересадка костного мозга. 2013; 48: 452–8.

CAS Статья PubMed Google Scholar

29.

Стюарт С., Макинтайр К., Кейпвелл С., МакМюррей Дж. Дж. Сердечная недостаточность в холодном климате. Сезонные колебания заболеваемости и смертности от сердечной недостаточности. J Am Coll Cardiol. 2002; 39: 760–6.

Артикул PubMed Google Scholar

30.

Hopstock LA, Barnett AG, Bønaa KH, Mannsverk J, Njølstad I., Wilsgaard T. Сезонные колебания факторов риска сердечно-сосудистых заболеваний в субарктической популяции: исследование Тромсё, 1979–2008. J Epidemiol Community Health. 2013; 67: 113–8.

Артикул PubMed Google Scholar

31.

Woodhouse PR, Khaw KT, Plummer M. Сезонное изменение артериального давления и его связь с температурой окружающей среды у пожилых людей. J Hypertens.1993; 11: 1267–74.

CAS Статья PubMed Google Scholar

32.

Альперович А., Лакомб Дж. М., Ханон О., Дартиг Дж. Ф., Ричи К., Дусиметьер П. и др. Связь между артериальным давлением и температурой наружного воздуха в большой выборке пожилых людей: исследование «Три города». Arch Intern Med. 2009. 169: 75–80.

Артикул PubMed Google Scholar

33.

PModesti PA. Сезон, температура и артериальное давление: сложное взаимодействие. Eur J Intern Med. 2013; 24: 604–7.

Артикул Google Scholar

34.

Seravalle G, Mancia G, Grassi G. Роль симпатической нервной системы в гипертонии и сердечно-сосудистых заболеваниях, связанных с гипертензией. High Blood Press Cardiovasc Пред. 2014; 21: 89–105.

CAS Статья PubMed Google Scholar

35.

Серавалле Г., Грасси Г. Симпатическая нервная система, гипертония, ожирение и метаболический синдром. High Blood Press Cardiovasc Пред. 2016; 23: 175–9.

CAS Статья PubMed Google Scholar

36.

Радке К.Дж., Иззо Дж.Л. младший. Сезонные колебания гемодинамики и гормонов, регулирующих артериальное давление. J Hum Hypertens. 2010; 24: 410–6.

CAS Статья PubMed Google Scholar

37.

Кристал-Боне Э., Фрум П., Харари Г., Малик М., Рибак Дж. Лето-зимние различия в 24-часовой вариабельности сердечного ритма. J Cardiovasc Риск. 2000; 7: 141–6.

CAS Статья PubMed Google Scholar

38.

Bahler L, Molenaars RJ, Verberne HJ, Holleman F. Роль вегетативной нервной системы в активации коричневой жировой ткани человека: обзор литературы. Метаб. Диабета. 2015; 41: 437–45.

CAS Статья PubMed Google Scholar

39.

Parysow O, Mollerach AM, Jager V, Racioppi S, San Roman J, Gerbaudo VH. Низкие дозы перорального пропранолола могут снизить поглощение F-18 FDG коричневой жировой тканью у пациентов, проходящих сканирование с помощью ПЭТ. Clin Nucl Med. 2007. 32: 351–7.

Артикул PubMed Google Scholar

40.

Окуяма К., Сакане Н., Йошида Т., Шима К., Куросава Х., Кумамото К. и др. (123) I- или (125) I-метаиодобензилгуанидин визуализация коричневой жировой ткани. J Nucl Med.2002; 43: 1234–40.

CAS PubMed Google Scholar

41.

Уланер Г.А., Самштейн Р., Кэлон О., Вебер В.А., Римнер А. Одностороннее подавление бурого жира на ФДГ ПЭТ / КТ при синдроме Хорнера. Clin Nucl Med. 2016; 41: 797–8.

Артикул PubMed Google Scholar

42.

Wang Q, Zhang M, Ning G, Gu W, Su T, Xu M, et al. Коричневая жировая ткань у людей активируется повышенными уровнями катехоламинов в плазме и обратно пропорциональна центральному ожирению.PLoS One. 2011; 6: e21006.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

43.

Рао Р.Р., Лонг Дж. З., Уайт Дж. П., Свенссон К. Дж., Лу Дж., Локуркар И. и др. Метеориноподобный гормон, который регулирует иммунно-жировые взаимодействия, увеличивая термогенез бежевого жира. Клетка. 2014; 157: 1279–91.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

44.

Сингхал В., Маффазиоли Г.Д., Акерман К.Э., Ли Х., Элия Э.Ф., Вулли Р. и др. Влияние хронической спортивной активности на бурый жир у молодых женщин. PLoS One. 2016; 11: e0156353.

Артикул PubMed PubMed Central Google Scholar

45.

Lynes MD, Leiria LO, Lundh M, Bartelt A, Shamsi F, Huang TL, et al. Вызванный холодом липокин 12,13-diHOME способствует транспорту жирных кислот в коричневую жировую ткань. Nat Med. 2017; 23: 631–7.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

46.

Hermann JM, Rosenbauer J, Dost A, Steigleder-Schweiger C, Kiess W., Schöfl C, et al. Сезонные колебания артериального давления у 162 135 пациентов с сахарным диабетом 1 или 2 типа. J Clin Hypertens (Гринвич). 2016; 18: 270–8.

Артикул Google Scholar

47.

Йонеширо Т., Айта С., Мацусита М., Кайахара Т., Камея Т., Кавай Ю. и др.Привлечена коричневая жировая ткань в качестве средства против ожирения у людей. J Clin Invest. 2013; 123: 3404–8.

CAS Статья PubMed PubMed Central Google Scholar

Центрифугирование аспирата жировой ткани вызывает обогащение эндотелиальных клеток

Аннотация

Недавнее исследование показало, что центрифугирование жира вызывает градиент плотности, при котором клетки-предшественники (ASC) показывают более высокую концентрацию в нижней части жирового цилиндра.Кроме того, было показано, что жировые трансплантаты этой части имеют более высокую выживаемость, и было высказано предположение, что это связано с более высокой концентрацией ASC. Поскольку ASC являются только частью фракции стромальных сосудистых клеток, мы предположили, что основная причина более частого использования аутологичных жировых трансплантатов может быть связана не только с ASC, но и с другими типами клеток. Мы стремились проверить, какие именно типы клеток сконцентрированы в стромальной сосудистой фракции нижней части жирового цилиндра. Человеческая жировая ткань от 10 пациенток была подвергнута процедуре промывки для удаления клеток крови, и клетки были механически высвобождены для обеспечения однородного размера и качества образца.Впоследствии образцы были разделены на три группы. 1) осаждение, 2) умеренное центрифугирование и 3) жесткое центрифугирование. Стромальные сосудистые клетки (SVC) выделяли фильтрацией и центрифугированием из каждого обработанного цилиндра. SVC одновременно окрашивали и анализировали проточной цитометрией для определения присутствующих типов клеток. Наши результаты показывают, что из всех окрашенных клеток в стромальной сосудистой фракции только эндотелиальные клетки были обогащены в нижней части; примечательно, что ASC не были обогащены, в отличие от результатов предыдущих исследований.

Ключевые слова

Стволовые клетки из жировой ткани, ASC, липофилинг, эндотелиальные клетки, обогащение эндотелиальных клеток, увеличение скорости приема, трансплантация жира

Заявление о значимости

Наше исследование показывает, что центрифугирование трансплантатов жировой ткани вызывает обогащение эндотелиальных клеток в нижней части жирового цилиндра, и в отличие от результатов предыдущих исследований, ASC не были обогащены.

После открытия ASC в трансплантатах жировой ткани их потенциал был признан положительно увеличивающим скорость приема жировых трансплантатов.Кроме того, исследования показали, что центрифугирование жировых трансплантатов может вызывать градиенты плотности с увеличением количества клеток ASC.

Наше исследование могло показать, что не ASC, а эндотелиальные клетки ответственны за увеличение скорости захвата жировых трансплантатов.

Введение

Восстановление или увеличение дефектов мягких тканей, вызванных травмами, врожденными аномалиями или хирургическим вмешательством при раке, является одной из важнейших задач пластической хирургии.Были изобретены многочисленные методы восстановления дефектов различного происхождения. Среди множества процедур метод бесплатного пересадки собственного (собственного тела) жира выделялся низким уровнем осложнений и простотой выполнения. Первый зарегистрированный случай пересадки собственного жира был в 1893 году, когда Нойбер повторно имплантировал жировую ткань плеча, чтобы исправить депрессию на лице [1]. Только два года спустя, в 1895 году, Черни выполнил первую реконструкцию груди с использованием большой липомы с дорсального бока [2].

С ростом интереса к синтетическим имплантатам и после того, как исследование в 1950-х годах показало минимальную выживаемость аутологичных жировых трансплантатов через один год после трансплантации из-за технических проблем со сбором, липотрансфер стал все реже и реже [3].

В 1974 году два итальянских хирурга Джорджио и Арпад Фишеры изобрели метод «сухой» липосакции с использованием полой аспирационной канюли. В том же десятилетии Кессельринг и позже Шрудде описали аналогичные методы с использованием острого выскабливания для удаления жира [4,5].

Однако в 1978 году Иллоуз стремился к эффективности и точности минимально инвазивной процедуры в сочетании с тумесцентной анестезией, что стало важной вехой в том, что сейчас широко известно как липосакция. Он удалил жировые клетки из небольших разрезов порта с помощью тупой полой аспирационной канюли и мощного вакуумного отсоса [6].

В начале 1990-х Коулман успешно начал трансплантацию жира к лицу, а затем к телу и груди, тем самым определив технику Коулмана, которая была разработана на протяжении многих лет практики и стала стандартной процедурой в сообществе пластической хирургии [7].

Однако не каждый врач, выполняющий липофилинг, следует «методике Коулмана». Широкий спектр вариантов сбора и обработки жировой ткани с почти одинаковыми результатами не позволяет определить стандартную операционную процедуру (СОП).

По всем вопросам, касающимся поиска оптимальной методики, настоятельно требуются хорошо проведенные научные исследования [9]. Благодаря усовершенствованию методов липосакции стало доступно большее количество собранного жира, и, следовательно, вырос спрос на увеличение ягодиц или груди с помощью липофиллинга большого объема.

В 2007 году Американское общество пластической хирургии (ASPS) отменило свой 20-летний мораторий на пересадку жира к груди, осознав, что при правильном выполнении процедура эффективна и не представляет значительного риска, но подчеркнув потенциальное ограничение объема, вызванное вероятность некроза и кистообразования [8].

В настоящее время трансплантация аутологичного жира может считаться малоинвазивной хирургической техникой с низкой заболеваемостью, и выбор метода в основном основан на неофициальных данных.С момента появления аутологичных жировых трансплантатов было опубликовано множество исследований, изучающих способы увеличения количества трансплантатов [10–12].

В 2001 году П. Зук впервые обнаружил присутствие новой популяции взрослых стволовых клеток в стромальной сосудистой фракции (SVF) из жировой ткани после липосакции. Первоначально эти клетки были названы обработанными липоаспиратными клетками или клетками PLA, их номенклатура позже была изменена The International Fat Applied Technology на «стволовые клетки, полученные из жировой ткани» или ASC [13].

После обнаружения наличия ASC [13] было проведено множество исследований для изучения влияния ASC на выживаемость во время трансплантации жира [14-17].

Было показано, что ASC обладают ангиогенным и антиапоптотическим потенциалом, экспрессируют синергические проангиогенные факторы роста [18] и обеспечивают лучшую васкуляризацию жировых трансплантатов, тем самым снижая вероятность некроза и резорбции адипоцитов [14,17].

В 2001 году фон Хаймбург пересадил коллагеновую матрицу, засеянную ASCs и преадипоцитами, крысам и обнаружил, что ASCs дифференцировались в зрелые адипоциты [19].

Вскоре в отрасли были созданы различные методы, позволяющие обогащать ASC в процедурах переноса жира, которые до сих пор были очень дорогостоящими и требовали много времени [20–22]. Таким образом, эта процедура не получила значительного распространения в сообществе пластической хирургии. В отличие от этих трудоемких и дорогостоящих процедур, на конгрессе в Вероне в сентябре 2010 года Коулман впервые заявил, что простое центрифугирование создает дифференцированную плотность жировых трансплантатов [23]. Согласно 10-недельному исследованию, более высокий процент фракций липоаспирата с самой высокой плотностью сохраняется с течением времени, поскольку они содержат больше клеток-предшественников (ASC) и повышенные концентрации нескольких васкулогенных медиаторов (таких как VEGF, PDGF и адипонектин), чем фракции с более низкой плотностью. [23].Эти результаты имеют особое значение, поскольку они позволяют обогащать ASC за относительно короткий промежуток времени с почти нулевыми дополнительными затратами. Поскольку SVF жировой ткани состоит из разных типов клеток, мы предположили, что центрифугирование жировых аспиратов не может привести только к обогащению ASC, и запланировали настоящее исследование, чтобы выяснить, какие именно клетки сконцентрированы в нижней части жирового цилиндра.

Пациенты и методы

Пациенты и сбор образцов

Жировая ткань человека в возрасте от 38 до 62 лет от 38 до 62 лет от 38 до 62, перенесших реконструкцию груди методом липофилинга, подвергавшихся реконструкции груди с помощью липофилинга, была аспирирована с помощью 10-миллилитрового шприца и тупой канюли диаметром 2 мм. мм и двенадцать отверстий диаметром 1 мм.Затем липоаспират от каждого пациента был разделен на две основные группы: немытые (A) и промытые (B) и три подгруппы (1-3): седиментация, умеренное центрифугирование и жесткое центрифугирование.

Немытые Группа А

Липоаспират помещали в шприцы на 10 мл для последующего разделения на подгруппы 1-3.

Промытый Группа B

Липоаспират помещали в сетчатый фильтр над стерильным сосудом и промывали 30 мл хлорида натрия, чтобы удалить ненужные частицы фибрина.Этот процесс повторялся трижды. Отфильтрованный раствор жировой ткани / хлорида натрия собирали шприцами на 50 мл и помещали вверх дном на 10 минут, создавая разделение двух фаз (фильтрованная жировая ткань / хлор натрия). После отправки нижней фазы (содержащей ненужные компоненты, такие как кровь, жидкость и фрагментированные клетки) путем толкания погружной ванны был получен гомогенный образец. После завершения промывки аспираты декантировали в три шприца емкостью 10 мл, так что были получены три равно заполненных образца.

Седиментация

1: Липоаспират помещали в шприцы объемом 10 мл в вертикальном положении на 30 мин при комнатной температуре (23 ° C), создавая две визуальные фазы.

Центрифугирование

2: Группа мягкого центрифугирования, где шприцы центрифугировали в течение одной минуты при комнатной температуре: 188 ´ g (500 об / мин).

3: Группа сурового центрифугирования, где шприцы центрифугировали в течение трех минут при комнатной температуре: 1228 ´ g (3100 об / мин) в соответствии с протоколом Коулмана [24,25].Центрифугирование привело к визуальному разделению двух различных фаз с водной фазой внизу и тканевой фазой над ней. Сама тканевая фаза (жировой цилиндр) может быть разделена пополам на верхнюю и нижнюю фазы.

Выделение фракции стромальных сосудистых клеток (SVC)

Нижнюю и верхнюю половины тканевой фазы собирали, осторожно вставляя пробку в шприц. Аспираты инкубировали с 2 объемами 50 Ед / мл ДНКазы I (Sigma-Aldrich) и коллагеназы I (Уортингтон, Лейквуд, Нью-Джерси) в концентрации 2 мг / мл в течение 60 минут при 37 ° C и SVC выделяли фильтрованием. центрифугирование и лизис эритроцитов, как описано ранее [26].

Проточная цитометрия

SVC одновременно окрашивали следующими конъюгированными с флуорохромом mAb: CD45-PE-Cy7, CD34-PerCP, CD73-PE, CD105-FITC и CD90-APC (все BD Biosciences) в соответствии со стандартными процедурами и анализировали на FACSCanto II. с помощью программного обеспечения FACSDiva (BD Biosciences).

Статистика

Используя общий расчет линейной модели в программном обеспечении IBM SPSS 22, был проведен многофакторный дисперсионный анализ.Анализируемыми факторами были центрифугирование (седиментация, протокол центрифугирования № 1, протокол центрифугирования № 2) и фаза (верхняя, нижняя фаза, явно отличающаяся водная фаза не была включена, чтобы обеспечить лучшую интерпретацию основного вопроса, т. Е. Различий между верхней и нижней фазой. нижняя половина тканевой фазы внутри шприцев), а также фаза центрифугирования * взаимодействия. Значения P <0,05 считались значимыми.

Результаты

Качественный анализ SVC после различных обработок

Ни седиментация, ни мягкое или жесткое центрифугирование не повлияли на содержание ASC в нижней половине тканевой фазы по сравнению с верхней половиной внутри жирового цилиндра.

Анализ CD45-положительных клеток показал, что клетки в водной фазе, если они присутствовали, состояли в основном из иммунных клеток (рис. 1А). Состав тканей иммунных клеток не изменился ни при какой обработке. Эти данные указывают на то, что эти иммунные клетки не были тесно связаны с тканью, вероятно, были связаны с загрязнением периферической крови и могли быть удалены из аспирата либо промывкой, либо осаждением и центрифугированием с последующим удалением водной фазы.Примечательно, что большинство иммунных клеток все еще оставалось в тканевой фазе как нормальный компонент жировой ткани человека, где примерно 40% SVC были CD45-положительными клетками (рис. 3B).

Рисунок 1. Идентификация ASC, иммунных клеток и эндотелиальных клеток во фракции стромальных сосудистых клеток из аспиратов жировой ткани. A. Идентификация иммунных клеток (CD45-положительных), клеток-предшественников и эндотелиальных клеток (CD34-положительных) и других мезенхимальных клеток (двойных отрицательных) в стромальных сосудистых клетках с помощью проточной цитометрии. B. Подразделение CD34-положительной и CD45-отрицательной популяции по дифференциальной экспрессии CD105 и CD73. Показаны типичные дот-блоты интенсивности флуоресценции, полученные от клеток, окрашенных указанными антителами, конъюгированными с флуоресцентным красителем.

Интересно, что наблюдалось значительное (p = 0,002, рис. 3C) увеличение эндотелиальных клеток в нижней тканевой фазе по сравнению с верхней фазой и, что примечательно, не в ASC. Поскольку в многофакторном дисперсионном анализе никакие условия взаимодействия не указывали на статистическую значимость, это обогащение происходило независимо от процесса разделения фаз (седиментация vs.центрифугирование), а также предыдущую процедуру промывки.

Как показано на рисунке 1, CD34-положительная, CD45-отрицательная популяция (гемопоэтические клетки), которая была идентична CD90-положительной популяции, не показана), разделенная на CD105-высокий, CD73-низкий и CD105-низкий, CD73- высокая субпопуляция. Дополнительные анализы с использованием CD31-FITC и CD144-PE от Serotec и Beckman Coulter, соответственно, показали, что клетки с высоким уровнем CD105 и низким уровнем CD73 были положительными по CD144 и CD31, идентифицируя их как эндотелиальные клетки, тогда как клетки с низким содержанием CD105 и высоким уровнем CD73 клетки были отрицательными по CD144 и CD31, что позволило идентифицировать их как фракцию клеток-предшественников, далее в данной рукописи называемую ASC.

Количественный анализ SVC аспиратов жировой ткани человека после различных обработок

Испытанная здесь процедура промывки заметно увеличила объем фазы жировой ткани внутри шприца за счет уменьшения водной фазы примерно с 35% до 10% объема шприца, что привело к получению более однородных образцов. Водная фаза практически не содержала каких-либо клеток, в то время как в немытых образцах 5-10% клеток шприца были обнаружены в водной фазе (рис. 2А), которые в центрифугированных шприцах осаждались на дне.

Рисунок 2. Подсчет стромальных сосудистых клеток в различных фазах осажденных и центрифугированных аспиратов жировой ткани человека. Аспираты жировой ткани человека (n = 10) разделяли седиментацией (седиментация), а также мягким и жестким центрифугированием (cf # 1 и cf # 2, соответственно), как подробно описано в разделе «Материалы и методы». Стромальные сосудистые клетки (SVC) выделяли из верхней и нижней половины тканевой фазы, а также из водной фазы на дне шприца вместе с осажденными клетками и подсчитывали. A. Количество SVC различных фаз, относящихся к общему количеству SVC в шприцах. Диаграмма показывает среднее значение ± стандартная ошибка. Согласно многофакторному дисперсионному анализу ANOVA, статистической значимости между группами различных фаз тканей не было. B. чисел SVC на мл соответствующих фаз. Диаграмма показывает среднее и SEM. Статистическая значимость согласно многофакторному дисперсионному анализу: p = 0,015 для промытых и немытых. Никаких других значимых различий между группами тканевой фазы не обнаружено.

Обсуждение

В отличие от результатов Allen et. al, которые радикально изолировали популяцию монокулярных клеток из стромальной сосудистой фракции центрифугированием в градиенте плотности с использованием Histopaque 1077 (Sigma-Aldrich) и последующим выделением ASC с помощью магнитного разделения клеток с использованием коммерчески доступного набора для истощения клонов [23], мы использовали проточную цитометрию в соответствии со стандартными процедурами, посредством чего может быть выполнено более конкретное определение всех различных типов клеток в стромальной сосудистой фракции.В качестве важного побочного открытия мы идентифицировали CD105 как маркер эндотелиальных клеток в жировой ткани человека, в то время как CD90 экспрессировался на всех CD34-положительных клетках. Это особенно важно с учетом того факта, что эти маркеры широко признаны как маркеры ASC, что может привести к неправильной интерпретации результатов, когда CD105 и CD90 используются в качестве маркеров для исследования популяций клеток в жировой ткани человека. Если и как наши результаты относятся к описанной CD13-положительной популяции SVC, как описано Bourin et al.[31] еще предстоит выяснить.

Наше исследование неожиданно показало отсутствие обогащения ASC в нижнем жировом цилиндре, и, естественно, не в верхнем жировом цилиндре. Что касается выводов Allen et. Поскольку высокоплотная фракция жирового цилиндра приводит к лучшему захвату жирового трансплантата, мы предполагаем, что это происходит не из-за обогащения ASC, поскольку это не было подтверждено в нашем исследовании, а, вероятно, из-за обогащения эндотелиальных клеток, поскольку наше исследование продемонстрировало обогащение этим типом клеток нижнего жирового цилиндра.Это предположение подтверждается предыдущими открытиями, что эндотелиальные клетки способны дедифференцироваться в клетки-предшественники, которые могут давать начало адипоцитам [27,28], а эндотелиальные клетки улучшают выживаемость трансплантата жировой ткани за счет увеличения васкуляризации [29]. Было бы полезно проверить результаты этого исследования, исследуя роль эндотелиальных клеток в захвате аутологичных жировых трансплантатов.

Несмотря на то, что ASC способны экспрессировать VEGF во время гипоксии, что может приводить к дополнительным эндотелиальным клеткам и улучшению васкуляризации [30,31], было бы интересно исследовать, превосходит ли обогащение жировых трансплантатов эндотелиальными клетками обогащение ASC в отношении увеличения выживание.

Реализованная процедура промывки оказалась полезной, поскольку было показано, что в промытой группе объем жира во всех образцах был очень похожим. Это позволило получить точные результаты, поскольку все процедуры измерения основывались на одинаковом количестве клеток. Эти результаты показывают, что описанная здесь процедура промывки достаточна для удаления любых клеток, высвободившихся из ткани в процессе аспирации, и клеток, возникших в результате заражения крови, и позволяет получить более точные образцы. Однако процедура отмывки значительно увеличила количество клеток на объем (p = 0.015, рис. 2B), что указывает на то, что после промывки фаза ткани более плотно упакована, а содержание воды снижено, в то время как наблюдалась тенденция к увеличению плотности клеток после центрифугирования по сравнению с осаждением, особенно в промытых образцах, но без статистической значимости (стр. = 0,156, рис. 2Б). Кроме того, 10% ASC было обнаружено в водной фазе непромытых образцов (рис. 3A). Промывание заменяет центрифугирование в том смысле, что в водной фазе образцов промытой группы не было обнаружено иммунных клеток, тем самым демонстрируя, что процедура промывания удаляет иммунные клетки из периферической крови так же эффективно, как и центрифугирование.

На рис. 3А показан заметный процент SVC в водной фазе немытых образцов, в которых было обнаружено 10% ASC. Это показывает, что водная фаза является важным фактором, который может положительно увеличить скорость захвата трансплантата. Так как водная фаза чаще всего направляется для получения более однородных образцов, было бы интересно исследовать, увеличивает ли присутствие водной фазы скорость отбора из-за присутствия до 10% ASC или снижает скорость отбора прививки из-за ухудшения качества. однородность.

Рисунок 3. Доля ASC и эндотелиальных клеток в двух фазах осажденных и центрифугированных аспиратов жировой ткани человека. Аспираты жировой ткани человека (n = 10) разделяли седиментацией (седиментация) или мягким и жестким центрифугированием (CF 1 и CF 2, соответственно). Стромальные сосудистые клетки (SVC) выделяли из верхней и нижней половины тканевой фазы, а пропорции ASC ( A ) и эндотелиальных клеток ( C ) определяли с помощью проточной цитометрии.Диаграммы показывают среднее значение и SEM процентного содержания SVC указанных типов клеток. Звездочки указывают на значительно отличающееся количество эндотелиальных клеток в нижней тканевой фазе по сравнению с верхней тканевой фазой в соответствии с многофакторным дисперсионным анализом (** p £ 0,01).

Заключение

Необходимы инновационные стратегии для улучшения доставки и удержания SVC для клеточного липотрансфера. В отличие от результатов Allen et al., Авторы обнаружили, что центрифугирование жировых аспиратов вызывает обогащение эндотелиальных клеток, но не обогащение ASC.Лучшее взятие трансплантата, описанное Allen et al. вероятно, не из-за обогащения ASC, а из-за обогащения эндотелиальных клеток в нижней части жирового цилиндра.

Удаление водной фазы, даже если она совсем не содержит адипоцитов, может быть потенциальной «расточительством», если целью является увеличение количества клеток ASC.

Список литературы

1. Ersek RA, Chang P, Salisbury MA (1998) Липослоение аутологичного жира: улучшенная техника с многообещающими результатами. Plast Reconstr Surg 101: 820-826. [Crossref]
2. Champaneria MC, Wong WW, Hill ME, Gupta SC (2012) Эволюция реконструкции груди: историческая перспектива. World J Surg 36: 730-742. [Crossref]
3. Peer L (195) Потеря веса и объема в трансплантатах человеческого жира: с постулатом «теории выживания клеток». Plast Reconstr Surg 5: 217–230.
4. Kesselring UK, Meyer R (1978) Отсасывающая кюретка для удаления чрезмерных локальных отложений подкожного жира. Пласт Реконстр Сург 62: 305-306. [Crossref]
5. Kesselring UK (1987) Отсасывающая липэктомия шеи. Plast Reconstr Surg 79: 489. [Crossref]
6. Illouz YG (1983) Формирование контура тела липолизом: 5-летний опыт работы с более чем 3000 случаями. Plast Reconstr Surg 72: 591-597. [Crossref]
7. Coleman SR (1995) Долгосрочное выживание жировых трансплантатов: контролируемые демонстрации. Aesthet Plast Surg 19: 421–425. [Crossref]
8. Gutowski KA (2009) Текущее применение и безопасность аутологичных жировых трансплантатов: отчет рабочей группы ASPS по жировым трансплантатам. Пласт Реконстр Сург 124: 272–280. [Crossref]
9. Pu LL (2012) К более рациональному подходу к трансплантации собственного жира. J Plast Reconstr Aesthet Surg 65: 413-419. [Crossref]
10. Sommer B, Sattler G (200) Современные концепции выживаемости жирового трансплантата: гистология аспирированной жировой ткани и обзор литературы. Dermatol Surg 26: 1159–1166. [Crossref]
11. Nishimura T, Hashimoto H, Nakanishi I, Furukawa M (2000) Микроваскулярный ангиогенез и апоптоз при выживании свободных жировых трансплантатов. Ларингоскоп 110: 1333-1338. [Crossref]
12. Герреросантос Дж., Гонсалес-Мендоса А., Масмела Й., Гонсалес М.А., Деос М. и др. (1996) Долгосрочная выживаемость трансплантатов свободного жира в мышцах: экспериментальное исследование на крысах. Aesthetic Plast Surg 20: 403-408.[Crossref]
13. Zuk PA, Zhu M, Mizuno H, Huang J, Futrell JW, et al. (2001) Многолинейные клетки из жировой ткани человека: значение для клеточной терапии. Tissue Eng 7: 211–228. [Crossref]
14. Йошимура К., Сато К., Аой, Курита М., Хирохи Т. и др. (2008) Клеточный липотрансфер для косметического увеличения груди: поддерживающее использование стволовых / стромальных клеток, полученных из жировой ткани. Aesthet Plast Surg 32: 48–55.[Crossref]
15. Колле С.Ф., Фишер-Нильсен А., Матиасен А.Б., Эльберг Дж. Дж., Оливер Р.С. и др. (2013) Обогащение аутологичных жировых трансплантатов стволовыми клетками, полученными из расширенной жировой ткани Ex-vivo, для выживаемости трансплантата: рандомизированное плацебо-контролируемое испытание. Ланцет 382: 1113–1120. [Crossref]
16. Tiryaki T, Findikli N, Tiryaki D (2011) Поэтапные инъекции ткани, обогащенной стволовыми клетками (SET), для увеличения мягких тканей во враждебных реципиентных областях: предварительный отчет. Aesthet Plast Surg 35: 965–971. [Crossref]
17. Таникава Д.Ю., Агуэна М., Буэно Д.Ф. Пассос-Буэно М.Р., Алонсо Н. (2013) Жировые трансплантаты с добавлением стромальных клеток из жировой ткани в реабилитации пациентов с черепно-лицевой микросомией. Пласт Реконстр Сург 132: 141–152. [Crossref]
18. Zhu M, Zhou Z, Chen Y, Schreiber R, Ransom JT, et al. (2010) Добавление к жировым трансплантатам регенеративных клеток из жировой ткани улучшает долгосрочное удержание трансплантата. Ann Plast Surg 64: 222–228. [Crossref]
19. von Heimburg D, Zachariah S, Heschel I, Kühling H, Schoof H, et al. (2001) Преадипоциты человека, посеянные на лиофилизированные коллагеновые каркасы, исследовали in vitro и in vivo. Биоматериалы 22: 429–438. [Crossref]
20. Carvalho PP, Gimble JM, Dias IR, Gomes ME, Reis RL (2013) Xenofree Enzymatic Products для выделения стромальных / стволовых клеток, полученных из жировой ткани человека. Tissue Eng Часть C Методы 19: 473–478. [Crossref]
21. Aronowitz JA, Lockhart RA, Hakakian CS, Birnbaum ZE (2016) Выделение сосудистой фракции жировой стромы: прямое сравнение 4 систем разделения клеток # 2. Ann Plast Surg 77: 354–362. [Crossref]
22. Dos-Anjos Vilaboa S, Navarro-Palou M, Llull R (2014) Влияние возраста на выход клеток стромальной сосудистой фракции, полученных из липоаспиратов человека. Цитотерапия 16: 1092–1097. [Crossref]
23. Аллен Р.Дж.-младший, Канисарес О-мл., Шарф С., Нгуен П.Д., Таник В. и др. (2013) Оценка липоаспиратов: есть ли оптимальная плотность для пересадки жира? Пласт Реконстр Сург 131: 38-45. [Crossref]
24. Galiè M, Pignatti M, Scambi I, Sbarbati A, Rigotti G (2008) Сравнение различных протоколов центрифугирования для получения наилучшего выхода жировых стромальных клеток из липоаспиратов. Plast Reconstr Surg 122: 233e – 234e. [Crossref]
25. Курита М., Мацумото Д., Шигеура Т., Сато К., Гонда К. и др. (2008) Влияние центрифугирования на клетки и ткани в аспиратах липосакции: оптимизированное центрифугирование для переноса липидов и выделения клеток. Plast Reconstr Surg 121: 1033–1043. [Crossref]
26. Зейда М., Фермер Д., Тодорик Дж., Асманн О., Шпайзер М. и др. (2007) Макрофаги жировой ткани человека обладают противовоспалительным фенотипом, но способны к чрезмерной выработке провоспалительных медиаторов. Инт Дж. Обес (Лондон) 31: 1420-1428. [Crossref]
27. Тран К.В., Геалекман О., Фронтини А., Зингаретти М.С., Моррони М. и др. (2012) Эндотелий сосудов жировой ткани дает начало как белым, так и коричневым жировым клеткам. Cell Metab 15: 222-229. [Crossref]
28. Wosnitza M, Hemmrich K, Groger A, Gräber S, Pallua N (2007) Пластичность жировых стволовых клеток человека для выполнения адипогенной и эндотелиальной дифференцировки. Дифференциация 75: 12–23. [Crossref]
29. Ло Х, Цао В., Сюй Х, Ван Л., Чжан З. и др. (2015) Коимплантированные эндотелиальные клетки улучшают выживаемость трансплантатов жировой ткани за счет увеличения васкуляризации. J Craniofac Surg 26: 358–364. [Crossref]
30. Аоки С., Тода С., Сакеми Т., Сугихара Х (2003) Совместное культивирование эндотелиальных клеток и зрелых адипоцитов активно способствует развитию незрелых преадипоцитов in vitro. Cell Struct Funct 28: 55–60.[Crossref]
31. Рехман Дж., Трактуев Д., Ли Дж., Мерфельд-Клаусс С., Темм-Гроув С.Дж. и др. (2004) Секреция ангиогенных и антиапоптотических факторов стромальными клетками жировой ткани человека. Тираж 109: 1292–98. [Crossref]
32. Bourin P, Bunnell BA, Casteilla L, Dominici M, Katz AJ, et al. (2013) Стромальные клетки из полученной из жировой ткани фракции стромальных сосудов и расширенные культуры стромальных / стволовых клеток жировой ткани: совместное заявление Международной федерации жировой терапии и науки (IFATS) и Международного общества клеточной терапии (ISCT) ). Цитотерапия 15: 641–48. [Crossref]

Начало антиретровирусной терапии связано со снижением плотности висцеральной и подкожной жировой ткани у людей, живущих с вирусом иммунодефицита человека

TY — JOUR

T1 — Начало антиретровирусной терапии связано со снижением плотности висцеральной и подкожной жировой ткани у людей Вирус

AU — Деброй, Паула

AU — Лейк, Джордан Э.

AU — Moser, Carlee

AU — Olefsky, Maxine

AU — Erlandson, Kristine M.

AU — Scherzinger, Ann

AU — Stein, James H.

AU — Currier, Judith4

AU — Brown, Todd T.

AU — McComsey, Grace A.

N1 — Авторское право издателя: © Автор (ы) 2020. Опубликовано Oxford University Press для Общества инфекционных болезней Америки. Все права защищены. Для получения разрешения обращайтесь по электронной почте: [email protected].

PY — 2021/3/15

Y1 — 2021/3/15

N2 — ИСТОРИЯ ВОПРОСА: Изменения жировой ткани (ЖТ) часто встречаются у людей, живущих с вирусом иммунодефицита человека (ЛЖВ). Снижение плотности АТ свидетельствует о нарушении функции / гипертрофии адипоцитов. Мы оценили изменения плотности АТ после начала антиретровирусной терапии (АРТ) и ассоциации с иммунометаболическими параметрами. МЕТОДЫ: В проспективном рандомизированном клиническом исследовании начала АРТ с помощью компьютерной томографии брюшной полости L4-L5 измеряли площадь и плотность подкожной AT (SAT) и висцеральной AT (VAT) у ЛЖВ, ранее не получавших лечения, рандомизированных в группу тенофовир-эмтрицитабин плюс усиленный ритонавиром атазанавир, ритонавир. -усиленный дарунавир или ралтегравир.В моделях линейной регрессии сравнивались уровни на 0-й и 96-й неделе и 96-недельные изменения в SAT и плотности НДС (в единицах Хаунсфилда [HU]). Корреляция Спирмена оценивала взаимосвязь между плотностью АТ и иммунометаболическими параметрами. РЕЗУЛЬТАТЫ: Из 228 участников 89% были мужчинами и 44% — белыми неиспаноязычками. Средний возраст составлял 36 лет, исходный уровень РНК ВИЧ-1 составлял 4,6 log10 копий / мл, а количество CD4 + Т-клеток составляло 344 клетки / мкл. За 96 недель SAT и НДС HU значительно снизились во всех группах. Менее плотная неделя 96 SAT и плотность VAT коррелировали с более высоким уровнем холестерина липопротеинов высокой плотности (ЛПВП) и адипонектина (r = 0.19-0,30) и более низкие уровни интерлейкина 6, холестерина не-ЛПВП, триглицеридов, лептина и гомеостатической модели оценки инсулинорезистентности (r = -0,23 до -0,68) на неделе 96 после поправки на исходное количество CD4 + Т-клеток, ВИЧ -1 РНК и базовая область AT. ВЫВОДЫ: После вирусологического подавления более низкая плотность SAT и VAT была связана с более высокими плазменными измерениями системного воспаления, липидных нарушений и инсулинорезистентности независимо от области AT, что позволяет предположить, что изменения плотности AT при АРТ могут привести к неблагоприятным последствиям для здоровья независимо от количества AT. .РЕГИСТРАЦИЯ КЛИНИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ: NCT00851799.

AB — ИСТОРИЯ ВОПРОСА: Изменения жировой ткани (ЖТ) часто встречаются у людей, живущих с вирусом иммунодефицита человека (ЛЖВ). Снижение плотности АТ свидетельствует о нарушении функции / гипертрофии адипоцитов. Мы оценили изменения плотности АТ после начала антиретровирусной терапии (АРТ) и ассоциации с иммунометаболическими параметрами. МЕТОДЫ: В проспективном рандомизированном клиническом исследовании начала АРТ с помощью компьютерной томографии брюшной полости L4-L5 измеряли площадь и плотность подкожной AT (SAT) и висцеральной AT (VAT) у ЛЖВ, ранее не получавших лечения, рандомизированных в группу тенофовир-эмтрицитабин плюс усиленный ритонавиром атазанавир, ритонавир. -усиленный дарунавир или ралтегравир.В моделях линейной регрессии сравнивались уровни на 0-й и 96-й неделе и 96-недельные изменения в SAT и плотности НДС (в единицах Хаунсфилда [HU]). Корреляция Спирмена оценивала взаимосвязь между плотностью АТ и иммунометаболическими параметрами. РЕЗУЛЬТАТЫ: Из 228 участников 89% были мужчинами и 44% — белыми неиспаноязычками. Средний возраст составлял 36 лет, исходный уровень РНК ВИЧ-1 составлял 4,6 log10 копий / мл, а количество CD4 + Т-клеток составляло 344 клетки / мкл. За 96 недель SAT и НДС HU значительно снизились во всех группах. Менее плотная неделя 96 SAT и плотность VAT коррелировали с более высоким уровнем холестерина липопротеинов высокой плотности (ЛПВП) и адипонектина (r = 0.19-0,30) и более низкие уровни интерлейкина 6, холестерина не-ЛПВП, триглицеридов, лептина и гомеостатической модели оценки инсулинорезистентности (r = -0,23 до -0,68) на неделе 96 после поправки на исходное количество CD4 + Т-клеток, ВИЧ -1 РНК и базовая область AT. ВЫВОДЫ: После вирусологического подавления более низкая плотность SAT и VAT была связана с более высокими плазменными измерениями системного воспаления, липидных нарушений и инсулинорезистентности независимо от области AT, что позволяет предположить, что изменения плотности AT при АРТ могут привести к неблагоприятным последствиям для здоровья независимо от количества AT. .РЕГИСТРАЦИЯ КЛИНИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ: NCT00851799.

кВт — антиретровирусная терапия

кВт — плотность жира

кВт — прибавка жира

кВт — ВИЧ

кВт — биомаркеры воспаления

UR — http://www.

No related posts.